Морфологические изменения кости нижней челюсти в условиях местного воздействия на ее регенерацию при моделировании экспериментального дефекта

Экспериментальные исследования показали барьерную функцию и стадийность изменений анатомической конструкции лимфатических узлов при вовлечении их в ответную реакцию на асептический и септический воспалительный процесс в области лимфосбора.

При асептическом воспалении происходит перестройка конструкции и изменение клеточного состава различных компонентов лимфатических узлов. Эти изменения выражены в увеличении массы органов в 1,5-2 раза, в преобладании мозгового вещества над корковым, в резком расширении краевого и промежуточных синусов в связи с поступлением и накоплением в них инородных веществ, в появлении на первых стадиях воспаления макрофагальной и экссудативной реакции, в значительном увеличении во всех структурных отделах числа эозинофилов, плазматических и тучных клеток (Русина А.К., 1973; Путалова И.Н., 1995).

Изучение структуры и функций регионарных лимфатических узлов в условиях асептического воспаления продемонстрировало значительное снижение транспортной функции органов как на ранних, так и на поздних сроках воспаления, блокирование узлов для рентгенконтрастного вещества, затруднение прохождения лимфы от дренируемой области, приводящее к изменению направления лимфотока и формированию между лимфатическими сосудами межрегионарных анастомозов, изменение (в отдаленные сроки после начала воспаления) регионарности лимфосбора вследствие функциональной недостаточности регионарных лимфатических узлов для транспорта притекающей лимфы (Шурина А.М., 1976, 1978; Томчик Г.В., Шурина А.М., 1978; Путалова И.Н., 1995).

Задержку микроорганизмов в лимфатических узлах нельзя свести к простой фильтрации. Первым препятствием для бактерий, приносимых током крови, служит прохождение их через стенку сосуда (Поликар А., 1965). Переход затрудняется вследствие относительной толщины эндотелия. Поступление по лимфатическим путям не представляет таких трудностей. Афферентная лимфа впадает в краевой синус, далее через систему промежуточных синусов поступает в мозговые, в которых течение лимфы замедляется. Все синусы окаймлены литоральными клетками, обладающими фагоцитирующими свойствами. Задержка бактерий, связанная с замедлением тока лимфы, сопровождается оседанием их и захватыванием фагоцитирующими клетками. Эти процессы эффективны, когда афферентная лимфа перемещается медленно, поэтому условия циркуляции лимфы играют значительную роль (Поликар А., 1965; Nicoll P., Taylor A., 1977; Гареев Р.А. и др., 1982; Сапин М.Р., Борзяк Э.И., 1982).

РЕЗЮМЕ

Таким образом, на основании вышеизложенного, можно сделать заключение, что в доступной литературе имеется немало сведений об эффективном восстановлении поврежденной структуры костной и других видов тканей при использовании препаратов фибрина, клеточных технологий и биодеградируемых полимерных материалов в стоматологии, травматологии и хирургии. Однако, несмотря на многочисленные рекомендации о применении каждого способа воздействия на регенераторные процессы, в литературе полностью отсутствуют результаты морфологических исследований по оценке сравнительной эффективности этих методов. Кроме того, нет сведений о морфологии лимфатических узлов после указанных способов воздействия на репаративную регенерацию, тогда как именно эти органы являются маркером выраженности воспалительного процесса в регионе, по их изменениям можно точно оценивать результативность проведения тех или иных лечебных мероприятий предсказывать развитие многих осложнений, а значит и успешно принимать меры по их профилактике.

ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

2.1 Группы животных и сроки забора материала

Работа основана на результатах сравнительного исследования структурной организации костной ткани при ее регенерации на модели искусственно созданного дефекта в нижней челюсти и состояния регионарных (субмандибулярных) лимфатических узлов крыс-самцов инбредной линии Wag в разные сроки при различных способах воздействия на репаративный процесс. Количество животных в контрольных и опытных группах представлено в таблице 1.

Таблица 1.

Группы и количество животных

Группы Животных	Срок после операции	Всего
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
Интактные	12	12
Естественное заживление	12	12	12	12	10	58
После применения БТФС	12	12	12	12	8	56
После применения АМСККП	12	12	12	12	10	58
После имплантации ПГА	12	12	12	8	6	50
Всего		234

Все животные были получены из вивария Института цитологии и генетики СО РАН. Крыс содержали при естественном освещении и при свободном доступе к воде и стандартному рациону. Все манипуляции с животными осуществляли под эфирным наркозом в соответствии с «Правилами проведения работ с использованием экспериментальных животных» (Приказ МЗ СССР № 755 от 12 августа 1977 г.). На работу получено разрешение Локального комитета по медицинской этике Института химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН (протокол № 23 заседания Этического комитета Института химической биологии и фундаментальной медицины СО РАН от 23 декабря 2010 года).

Выбор крыс объясняется рядом причин. Прежде всего, организм этих животных характеризуется чрезвычайно высокой устойчивостью к интеркуррентным инфекциям (Сахаров П.П. и др., 1952; Лейн-Петтер У., 1964). Большим преимуществом крыс перед другими лабораторными животными (морскими свинками, собаками, кошками, кроликами) является то, что эти животные менее специализированы, характеризуются всеядностью, высоким диапазоном условий существования. По мнению ряда авторов (Сахаров П.П. и др., 1952; Лейн-Петтер У., 1964; Западнюк И.П. и др., 1974), перечисленные свойства организма крыс могут быть весьма полезны при любых экспериментальных исследованиях.

2.2 Моделирование дефекта в кости нижней челюсти и ее регенерация в различных условиях

В данном случае было решено остановиться на создании дефекта костной ткани, который в меньшей степени имеет индивидуальные различия (особенности прохождения сосудов и нервов) и ткани в области дефекта практически не смещаемы (сила мышц). Нижняя челюсть была выбрана вследствие того, что здесь достаточная прочность и ширина кости сочетается с легкостью доступа, кроме того, далее животное не сможет преждевременно избавиться от швов (Maiborodin I. et al., 2010; Майбородин И.В. и др., 2010а, 2010б; Воложин А.И. и др., 2010; Ковынцев Д.Н., 2010; Ковынцев А.Н., 2011).

2.2.1 Приготовление богатого тромбоцитами фибринового сгустка

Приготовление БТФС: При декапитации нескольких крыс данной линии в стерильные стеклянные пробирки собирали 2-7 мл крови, которую центрифугировали при 2800 оборотах в минуту в течение 12 минут (Колесников И.С., 2006; Майбородин И.В. и др., 2007а, 2008б, 2009б; Рагимова Т.М., 2009; Maiborodin I. et al., 2010; Ковынцев Д.Н., 2010). После этого из пробирок отбирали верхнюю часть (БТФС - богатый тромбоцитами фибриновый сгусток или фибриновый сгусток с тромбоцитами), помещали в стерильные чашки Петри и хранили до нескольких часов в термостате при 37°С до использования. Непосредственно перед применением стерильными ножницами от БТФС отрезали нужный по размерам фрагмент.

2.2.2 Выделение аутологичных мезенхимальных стволовых клеток

АМСККП выделяли, вымывая костный мозг из эпифизов бедренных костей, взятых под эфирным наркозом у самцов крыс инбредной линии Wag (Майбородин И.В. и др., 2010в, 2010г, 2010д; Ковынцев А.Н., 2011). Полученную суспензию клеток помещали в пластиковые флаконы («Nunk», Дания), через 48 часов после эксплантации костного мозга неприкрепившиеся клетки сливали. Прикрепившиеся клетки культивировали в среде б-МЕМ с добавлением 10% эмбриональной телячьей сыворотки («Biolot», Россия) при 37°С в СО2-инкубаторе с 5% СО2 в условиях насыщенной влажности. Смену среды производили каждые три дня. При субкультивировании монослойную культуру рассевали в плотности 1000-5000 клеток/см2 (в зависимости от ростовых свойств используемой эмбриональной сыворотки), использовали стандартные растворы Версена и трипсина.

Методами световой и флуоресцентной микроскопии и цитологическими методами окрашивания было показано, что культивируемые клетки костного мозга крысы:

- были CD90+, CD105+, CD34-, CD45- (Jones E.A. et al., 2002; Zhou D.H. et al., 2003; Tuli R. et al., 2003; Mayer H., 2004; Mansilla E. et al., 2006; Chamberlain G. et al., 2007; Lee S.Y. et al., 2007; Martins A.A. et al., 2009; Coipeau P. et al., 2009; Berner A. et al., 2010).

- in vitro прикреплялись к поверхности пластика культивирования,

- имели фибробластоподобную морфологию, которую сохраняли все время культивирования,

- поддерживались в культуре в течение нескольких пересевов,

- формировали колонии фибробластоподобных клеток при посеве в низкой плотности,

- в присутствии линейно-специфичных факторов дифференцировались в клетки костной ткани.

Для исследования использовали клетки 2-3 пассажей.

Однако физические, морфологические и фенотипические признаки также не являются специфическими критериями, которые могут быть использованы для точной идентификации АМСККП. Способность АМСККП к индуцированной дифференцировке in vitro в кости, жир и хрящ является единственным критическим требованием для определения предполагаемых популяций стволовых клеток.

Индукция остеогенной дифференцировки мезенхимальных стволовых клеток in vitro: МСК имеют различную морфологию, что зависит, в первую очередь, от способов их получения и культивирования. Поэтому перед применением необходимо проведение теста на возможность дифференцировки в заданном направлении (Tallheden T. et al., 2003).

Поскольку АМСККП свойственна дифференцировка в клетки костной ткани и условия ее проведения наиболее воспроизводимы, этот вид дифференцирования обычно используют для характеристики культур стволовых клеток in vitro и он является типичным заданным по умолчанию путем развития для большинства АМСККП в культуре. Для индукции остеогенной дифференцировки использовали 0,1 µM дезоксиметазон, 50 µM аскорбиновую кислоту и 10 mM в-глицерофосфат («Sigma», США), вызывающие остеогенную дифференцировку (Niemeyer P. et al., 2004; Montjovent M.O. et al., 2004; Minamide A. et al., 2005; Cao T. et al., 2005; Laino G. et al., 2006; Romero-Prado M. et al., 2006; Chai G. et al., 2006; Jдger M., Krauspe R., 2007; Song S.J. et al., 2007; Bischoff D.S. et al., 2008; Liu J. et al., 2009а, 2009б; Park K.H. et al., 2009; Reichert J.C. et al., 2009; Hamidouche Z. et al., 2009, 2010; Shi X. et al., 2010; Wang Y. et al., 2010; Korecki C.L. et al., 2010; Hu J. et al., 2010).

Остеогенную дифференцировку определяли по 2 маркерам: по активности щелочной фосфатазы и минерализации межклеточного матрикса ионами кальция. Цитохимическое выявление щелочной фосфатазы проводили с использованием нитротетразолиевого синего в присутствии субстрата щелочной фосфатазы 5-бромо-4-хлоро-3-индолила. Накопление кальция в межклеточном матриксе регистрировали по окрашиванию Ализарином красным.

Использование АМСККП, выделенных у одних особей крыс, для введения другим особям основано на результатах многочисленных литературных сообщений, что недифференцированные МСК не экспрессируют поверхностные маркеры иммуногенности, не вызывают иммунного ответа даже после аллогенной и ксеногенной трансплантации, также ингибируется пролиферация аллогенных Т-клеток, подавляются воспалительные и имунные процессы (Arinzeh T.L. et al., 2003; Niemeyer P. et al., 2004, 2010б, 2010в; Zhao Z.Y. et al., 2005; Liu H. et al., 2006; Wulf G.G. et al., 2006; Bourin P., Gadelorge M., 2007; Sotiropoulou P.A. et al., 2007; Sotiropoulou P.A., Papamichail M., 2007; Patel S.A. et al., 2008; Iyer S.S., Rojas M., 2008; Meng E. et al., 2008; Caplan A.I., 2009; Poncelet A.J. et al., 2009; Undale A.H. et al., 2009; Yamaza T. et al., 2010; Charbord P., 2010). Эмбриональные МСК также не обладают иммуногенными свойствами и проявляют иммуносупрессивный эффект (Heng B.C. et al., 2005а, 2005б; Poncelet A.J. et al., 2009).

После применения ксеногенной трансплантации МСК человека для регенерации дефекта большеберцовой кости длиной 3 мм у овец, было получено более быстрое заживление. При этом не было локальных и системных реакций на длительное присутствие ксеногенных МСК. Вместе с этим, использование аутологичных МСК сопровождалось еще более быстрым формированием кости (подтверждено сравнением минерализации коллагена) (Niemeyer P. et al., 2010б, 2010в).

Для ускорения формирования хряща аллогенные МСК без иммуносупрессии вводили на пористом керамическом контейнере из бета-трикальция фосфата в нормальную суставную полость овец. Спустя 8 недель не было гистологических (лимфоцитарная реакция) и биохимических (антитела против аллогенных МСК) признаков иммунологического конфликта. Не было различий в формировании хряща из аллогенных или аутологичных МСК. В условиях применения контейнера без МСК образования хрящевой ткани не найдено (Zhao Z.Y. et al., 2005).

Коралловый гидроксиапатит с полилактогликолевой ксилотой и адсорбированными МСК человека имплантировали под кожу иммунодефицитным мышам CB17 scid beige. Через 10 недель после имплантации было найдено формирование сходной с костной ткани, клетки человека были обнаружены в структурах этой ткани. В контроле (МСК без матрицы) было отмечено образование только фиброзной ткани (Fu K. et al., 2010).

Однако, имеются результаты, свидетельствующие о том, что аллогенные недифференцированные МСК все-таки являются низкоэффективным стимулятором пролиферации Т-лимфоцитов (Zhang X. et al., 2009).

МСК пупочной крови человека на матрице из трикальция фосфата и коллагена вводили в 4 мм дефект бедренной кости крыс. Через 4 недели после ксенотрансплантации было показано размножение МСК внутри матрицы, но далее эти МСК были разрушены организмом хозяина. Вместе с этим было найдено существенное ускорение формирования кости, по сравнению с контролем (Jдger M. et al., 2007а, 2007б).

МСК человека могут быть найдены в течение 1-4 недель у крыс после трансплантации для восстановления целостности дефектов черепа критических размеров. В это время МСК агрегируются и становятся похожими на остеобласты, в последующее время появляется инфильтрация макрофагами, CD3+ и CD8+ Т-клетками. Введение иммуносупрессивных препаратов продляет срок жизни МСК и улучшает регенерацию кости, но даже это полностью не подавляло иммунный ответ и не давало возможность завершить репаративные процессы (Chuang C.K. et al., 2010).

В связи с тем, что, согласно литературным данным, введение суспензии МСК с одной стороны стимулирует регенерацию тканей контралатеральной конечности (Фатхудинов Т.Х. и др., 2005), при проведении экспериментов в качестве контроля (естественный ход регенерации) была использована не контралатеральная сторона, а отдельные группы животных.

2.2.3 Подготовка биодеградируемого полимера на основе полигидрокиалканоата

В Сибирском федеральном университете (г. Красноярск) была разработана технология получения ПГА, сконструировано и запущено в 2005 году первое отечественное опытное производство биосовместимых и полностью рассасываемых в биологических средах полимеров различной структуры и экспериментальных изделий биомедицинского назначения. Разработанные из ПГА шовные нити, трубчатые эндопротезы и мембраны допущены к клиническим испытаниям (Шишацкая Е.И. и др., 2002, 2008а, 2008б, 2008в; Войнов Н.А., Волова Т.Г., 2004; Волова Т.Г.и др., 2005, 2006а, 2006б, 2009, 2010; Volova T.G. et al., 2007; Шишацкая Е.И., 2007; Бояндин А.Н. и др., 2008; Войнова О.Н. и др., 2009; Яковлев А.В. и др., 2010).

В литературе имеются свидетельства о лизисе ПГА и активном формировании костной ткани на месте его внедрения в дефекты различных костей. В экспериментах по изучению репаративного остеогенеза было показано, что имплантаты из некоторых ПГА, в частности полигидроксибутират обладают выраженными направленными остеопластическими свойствами (Шишацкая Е.И. и др., 2008в).

Наиболее подходящим для медицинских целей из всех ПГА считается полигидроксибутират, так как наиболее полно отвечает требованиям, предъявляемым к материалам биомедицинского назначения (Ребров А.В. и др., 2002; Дубинский В.А. и др., 2004; Boskhomdzhiev A.P. et al., 2010), который был получен ещё в 1926 году, но только в последнее десятилетие научный интерес к нему и вообще полимерам этого класса особенно усилился. Есть данные о том, что полигидроксибутират обладает наибольшими тромборезистентными и биосовместимыми характеристиками среди изученных ПГА. Хорошая биосовместимость полигидроксибутирата обусловлена в первую очередь тем, что он в виде олигомеров (до 150 остатков 3-гидроксимасляной кислоты) присутствует в крови и тканях млекопитающих (Reusch R.N. et al., 2003).

Биодеградируемый ПГА (сополимер из 85% полигидроксибутирата и 15% гидроксивалериата) в виде матриксов холодного прессования (авторское название) диаметром и высотой 2 мм был предоставлен для исследования Институтом биофизики СО РАН (г. Красноярск). Стерилизацию ПГА проводили автоклавированием вместе с хирургическим инструментарием.

2.2.4 Ход хирургического вмешательства при моделировании дефекта костной ткани

Модель дефекта костной ткани и применения БТФС, АМСККП и ПГА в эксперименте (Maiborodin I. et al., 2010; Майбородин И.В. и др., 2010а, 2010б; Ковынцев Д.Н., 2010; Ковынцев А.Н., 2011) (рис. 1-3):

1. Под общим ингаляционным эфирным наркозом, в условиях чистой операционной, при соблюдении правил асептики и антисептики, после обработки кожи спиртом, скальпелем производили разрез кожи длиной 1,5-2 см по нижнему краю нижней челюсти.

2. Тупым способом при помощи распатора отслаивали жевательную мышцу и обнажали поверхность кости нижней челюсти в области ее угла.

3. Стоматологическим бором при определенных оборотах (одинаковый размер, ровные края, контроль глубины, одинаковая скорость вращения и, следовательно, нагрев тканей, возможность охлаждения) делали круглое отверстие диаметром 2 мм в кости угла нижней челюсти. С полостью рта дефект кости не сообщался.

4. а). В группе крыс со спонтанным заживлением дефекта кости нижней челюсти после прикрывания костного дефекта жевательной мышцей ушивали кожную рану непрерывным викриловым швом и снова обрабатывали кожу спиртом.

4. б). В группе с использованием фибрина в круглый дефект кости пинцетом вводили БТФС, размер которого был незначительно больше диаметра отверстия. После плотного заполнения отверстия кости, его прикрывали жевательной мышцей, ушивали кожу викриловым швом и обрабатывали кожу спиртом (рис. 3).

4. в). В группе с применением клеточных технологий в круглый дефект кости пипеткой со стерильным носиком вводили 100 мкл суспензии АМСККП в культуральной среде (1х106 клеток в 1 мл суспензии). После чего отверстие кости прикрывали жевательной мышцей, ушивали кожу и обрабатывали ее спиртом.

4. г). В группе с использованием ПГА в круглый дефект кости пинцетом вводили матрикс, размер которого соответствовал диаметру отверстия, полимер прикрывали жевательной мышцей, ушивали кожу викриловым швом и обрабатывали кожу спиртом.

Животных выводили из эксперимента передозировкой эфирного наркоза через 1, 2, 3, 4 и 5 недель после создания дефекта нижней челюсти.

Гибели крыс в результате осложнений хирургической операции не было. Животные с признаками гнойно-воспалительных осложнений (абсцессы в подкожной клетчатке) при выведении из эксперимента выбраковывались и в дальнейших исследованиях не участвовали.

2.3 Объект исследования, подготовка материала к изучению, морфологические и лучевые методы исследования, морфометрия и статистическая обработка полученных данных

Объектом исследования служили костная ткань нижней челюсти с искусственно созданным дефектом и расположенные под краем нижней челюсти субмандибулярные лимфатические узлы. Объекты фиксировали в 4% растворе параформальдегида на фосфатном буфере (рН 7,4) не менее 24 часов.

Для оценки результатов методом рентгеновской денситометрии использовали фиксированные и препарированные фрагменты нижней челюсти крыс с удаленной кожей, подкожной клетчаткой и жевательными мышцами. В компьютере радиовизиографа «Heliodont+» (Herona, Germany, 2010) установлена программа «Tomodent» (Anvisystem, Россия) по исследованию плотности костной ткани, которая представлена в условных единицах: отношение полученных данных плотности кости в дефекте к результатам исследования аналогичных интактных участков на контралатеральной стороне.

После чего фрагменты нижней челюсти декальцинировали в растворе «Биодек R» (Bio Optica Milano, Италия) в течение 24 часов. Далее весь материал обезвоживали в серии этанола возрастающей концентрации, просветляли в ксилоле и заключали в гистопласт. Срезы толщиной 5-7 мкм окрашивали гематоксилином и эозином и по Романовскому (Пирс Э., 1964; Елисеев В.Г. и др., 1967; Лилли P., 1969; Саркисов Д.С., Перов Ю.Л., 1996), изучали на световом микроскопе Axioimager M1 (Zeiss, Германия) при увеличении до 1200 раз.

Морфометрическое исследование структуры различных отделов изучаемых органов и тканей проводили в соответствии с рекомендациями, изложенными в многочисленных работах, посвященных теоретическому обоснованию и конкретным примерам применения этих методов (Глаголев А.А., 1941; Шахламов В.А., 1967; Катинас Г.С., Полонский Ю.З., 1970; Плохинский Н.А., 1970; Вейбель Э.P., 1970; Автандилов Г.Г., 1973, 1980, 2002; Христолюбова Н.Б., Шилов А.Г., 1974; Weibel E.R., 1979; Автандилов Г.Г. и др., 1981, 1984; Непомнящих Л.М. и др., 1986; Горчаков В.Н., 1997). Обозначение и размерность стереологических параметров, использованных в работе, приведены согласно рекомендациям Международного стереологического общества (Weibel E.R., 1979).

Для исследования структурной организации кости нижней челюсти и субмандибулярных лимфатических узлов и подсчета клеточных элементов в их различных структурах применяли квадратную тестовую систему, совмещаемую на экране компьютера с изображением, полученным при помощи цифровой видеокамеры микроскопа. Для изучения показателей структуры изучаемых органов и тканей (использование объектива с увеличением Х 5) конечная площадь тестового квадрата была равна 16900 мкм2 (сторона квадрата 130 мкм), при подсчете цитограммы клеток (применение объектива с увеличением Х 40) - 256 мкм2 (сторона квадрата 16 мкм) (Майбородин И.В. и др., 2007б, 2008а, 2009а).

Например, на рисунке 4 площадь полости с красным костным мозгом (2 недели после операции с введением суспензии АМСККП в культуральной среде) составляет 17 квадратов по 16900 мкм2 (сторона квадрата 130 мкм, согласно масштабной линейке в нижнем правом углу рисунка). В данном случае абсолютная площадь структуры равна 287300 мкм2 или 0, 287 мм2.

С каждого среза проводили 3-5 измерений, в связи с рекомендациями, что для рандомизированного исследования достаточно 3 срезов (Head J.R., Seeling L.L., 1984).

В процессе морфометрических исследований в дефекте кости нижней челюсти изучали относительную площадь сосудов, их численную плотность и количество всех клеточных элементов на единице площади среза. В связи с тем, что процессы декальцинирования значительно меняют морфологию клеточных элементов, дифференцирование клеток в дефекте костной ткани не проводили. На срезе лимфатических узлов определяли относительную площадь капсулы, соединительнотканных прослоек отдельно в корковом и мозговом веществе, краевого синуса, коркового плато, паракортекса, лимфоидных фолликулов без центров и с центрами размножения, мякотных тяжей и мозговых синусов.

Для изучения цитограммы клеток (лимфоцитов, иммуно- и плазмобластов, нейтрофилов, эозинофилов, эритроцитов, моноцитов, макрофагов, тканевых базофилов (тучных клеток), плазматических, делящихся клеток, клеток Мотта и клеток с деструктивными изменениями) определяли от 500 до 1000 клеточных элементов в различных местах препарата, в зависимости от однородности клеточного состава. Приняв общее количество клеток за 100%, определяли относительное содержание каждого типа, типы клеточных элементов верифицировали в соответствии с рекомендациями М.Г. Абрамова (1985), Ю.И. Бородина и В.Н. Григорьева (1986).

Статистическую обработку результатов проводили на прикладной статистической программе MS Excel 7.0 (Microsoft, USA), определяли среднее арифметическое и ошибку среднего арифметического (стандартное отклонение). Достоверность различия сравниваемых средних величин определяли на основании критерия Стьюдента для заданного порога (p) вероятности безошибочных прогнозов (Плохинский Н.А., 1970). Достоверным считали различие между сравниваемыми рядами с уровнем доверительной вероятности 95% и выше. Если p<0,05, то это означало, что ряды совпадают на 95% на уровне доверительной вероятности. При расчетах учитывали, что распределение исследуемых признаков было близким к нормальному.



Рис. 4. Пример морфометрического исследования. Площадь полости с красным костным мозгом (2 недели после операции с введением суспензии АМСККП в культуральной среде) составляет 17 квадратов по 16900 мкм2 (сторона квадрата 130 мкм, согласно масштабной линейке в нижнем правом углу рисунка). В данном случае абсолютная площадь структуры равна 287300 мкм2 или 0, 287 мм2.

ГЛАВА 3. СТРУКТУРНАЯ ОРГАНИЗАЦИЯ КОСТНОЙ ТКАНИ ПРИ ЕСТЕСТВЕННОЙ РЕГЕНЕРАЦИИ ЕЕ ДЕФЕКТА

3.1 Микроанатомические изменения кости нижней челюсти в условиях естественной регенерации ее дефекта

Через 1 неделю после моделирования дефекта в кости нижней челюсти при спонтанной регенерации было найдено, что отверстие частично заполнено кровью, на некоторых участках в дефекте кости уже присутствовали фрагменты рыхлой волокнистой соединительной ткани и грануляции. Следует отметить начало образования кости в дефекте (формирование отдельных островков молодой кости и хряща среди грануляций). Кроме того, было найдено присутствие нежизнеспособных фрагментов костной ткани, скорее всего, образованных при создании дефекта (опилки). Вокруг этих фрагментов были расположены макрофаги и многоядерные клетки, видимо, остеокласты или гигантские клетки инородных тел, сформированные для лизиса крупных фрагментов нежизнеспособных тканей (рис. 5).

В одном случае дефект кости нижней челюсти был заполнен клеточным детритом, обильно инфильтрированным лейкоцитами, преимущественно нейтрофилами. Видимо, в этом случае в ткани при операции попали микроорганизмы, и удаление тканевого детрита с бактериями происходило через гнойное воспаление. Однако, даже в этом случае по краю дефекта происходит формирование костной ткани (рис. 6).

Через 2 недели после создания дефекта кости нижней челюсти отверстие было полностью закрыто слившимися островками молодой костной ткани с большим числом полнокровных кровеносных сосудов по краю дефекта. Среди вновь образованных структур иногда присутствовала хрящевая ткань, особенно в центре искусственного отверстия (рис. 7).

На 3 неделе после создания дефекта в кости нижней челюсти отверстие было полностью закрыто вновь образованной молодой костной тканью. О месте операции можно было судить по оставшимся крупным сосудам и хаотично расположенным костным балкам (костная мозоль). К этому моменту появились полностью сформированные полости с костным мозгом (рис. 8). Иногда кость в дефекте практически не отличалась от окружающей ткани, только расположенные в некоторых участках структуры костной мозоли позволяли найти место хирургического вмешательства (рис. 9).

В одном случае дефект кости был заполнен островками растущей костной ткани с широкими кровеносными сосудами. Однако в этом случае при производстве эксперимента был задет корень центрального резца. Видимо, смещения резца при жевании и необходимость регенерации его корня замедлили заживление искусственно созданного отверстия нижней челюсти (рис. 10).

Через 4 недели в большинстве случаев самостоятельного заживления только по следам костной мозоли можно было найти место операции (рис. 11-13).

В одном наблюдении практически все отверстие кости представляло собой полость, заполненную красным костным мозгом, где присутствует много крупных полнокровных кровеносных сосудов (рис. 14).

Еще у одного животного весь дефект кости нижней челюсти был полностью заполнен соединительной тканью, сходной по строению с фиброзной, с большим количеством кровеносных сосудов капиллярного типа. Следует отметить, что размер этого отверстия был намного меньше, чем в момент операции (рис. 15).

Спустя 5 недель в контроле отверстие было полностью закрыто костной тканью со следами образования костной мозоли.

Однако в тех случаях, где, к сожалению, при операции был поврежден корень центрального нижнего резца, в кости нижней челюсти сохранялось еще не полностью регенерировавшее отверстие и невосстановленные структуры ростовой зоны поврежденного зуба. Следует отметить, что начало регенерации тканей зуба на этот срок уже несомненно и, видимо, будет успешно завершено, детрита и нежизнеспособных фрагментов кости нижней челюсти в большинстве случаев мало или они полностью отсутствуют (рис. 16, 17).

РЕЗЮМЕ

Таким образом, при спонтанной регенерации экспериментального дефекта в кости нижней челюсти у крыс искусственно созданное отверстие заполняется кровью, где далее развивается грануляционная ткань и к исходу 1 недели в отдельных случаях начинается формирование отдельных островков костной ткани. Через 2 недели после создания дефекта кости нижней челюсти отверстие полностью закрыто слившимися островками молодой костной ткани. На все последующие сроки после создания дефекта в кости нижней челюсти отверстие было полностью замещено вновь образованной костной тканью. Кость в дефекте практически не отличалась от окружающей ткани, только расположенные в некоторых участках структуры костной мозоли позволяли найти место хирургического вмешательства. В некоторых случаях на 3 неделе, в других - к четырем неделям в кости на месте дефекта появились полностью сформированные полости с красным костным мозгом.

В тех случаях, когда при операции был поврежден корень зуба, в кости нижней челюсти в течение всего времени наблюдения сохранялось не регенерировавшее отверстие и не восстановленные структуры ростовой зоны этого поврежденного зуба.

3.2 Структурно-клеточные взаимоотношения в субмандибулярных лимфатических узлах при естественной регенерации дефекта кости нижней челюсти

3.2.1 Структура лимфатических узлов

При спонтанной регенерации дефекта нижней челюсти корковое плато субмандибулярных лимфатических узлов уже к первой неделе было шире, чем в контроле, этот показатель постепенно снижался до окончания времени наблюдения, но всегда был выше исходного. Через 1, 2, 3, 4 и 5 недель объемная плотность коркового плато превосходила исходный уровень на 82,4%, 82,4%, 35,3%, 25% и 29,4%, соответственно. На 3, 4 и 5 неделе корковое плато было статистически достоверно меньше на 34,8%, 45,9% и 40,9%, соответственно, относительно значения на 1 неделе, и также меньше на 34,8%, 45,9% и 40,9%, и также соответственно, по сравнению с состоянием спустя 2 недели (рис. 18-29) (табл. 2).

Относительная площадь паракортикальной зоны резко уменьшилась уже к 1 неделе, потом этот показатель постепенно увеличивался, но все равно в течение всего времени наблюдения был меньше исходного. Через 1 и 2 недели размер паракортекса был меньше контрольного уровня на 66,7% и 71%, соответственно. На 3, 4 и 5 неделе этот показатель был меньше на 32,6%, 28,9% и 29,2%, соответственно, относительно исходного состояния. При этом спустя 3 и 4 недели площадь паракортекса была достоверно больше на 29% и 32,7%, также соответственно, по сравнению с состоянием через 2 недели (рис. 18-29) (табл. 2).

Объемная плотность лимфоидных фолликулов без центров размножения была больше контрольной на 1 и 2 неделе, на следующие точки наблюдения величина значения этого показателя не отличалась от исходной. Спустя 1 и 2 недели площадь таких узелков на срезе органа превосходила исходный уровень на 51,8% и 43,3%, соответственно. К 4 и 5 неделе объем фолликулов без центров размножения был статистически достоверно меньше на 43,4% и 50,2%, также соответственно, относительно состояния через 1 неделю после начала эксперимента (рис. 18-29) (табл. 2).

В фолликулах с центрами размножения площадь самих центров через 1 неделю была ниже в 2,2 раза, по сравнению с данными на 5 неделе (табл. 2).

Относительная площадь мантийной зоны в таких фолликулах была больше контроля на 1 и 2 неделе, потом этот показатель постепенно снижался и уже не отличался от исходного. Через 1 и 2 недели объемная плотность мантия превосходила контрольный уровень на 70,3% и 63,5%, соответственно. На 4 неделе объем мантия был меньше в 2,4, 2,3 раза и на 78,9%, соответственно, а к 5 неделе - в 2,6, 2,5 раза и на 92,4%, также соответственно, относительно состояния на 1, 2 и 3 неделе (табл. 2).

Объемная плотность мякотных тяжей постепенно возрастала и на 4 и 5 неделе была больше контрольной на 25,2%, и выше на 19,6%, по сравнению с состоянием спустя 1 неделю после начала эксперимента (табл. 2).

Процент мозговых синусов на срезе лимфатических узлов резко возрос на 1 неделе, но далее достоверно не отличался от исходного. Через 1 неделю величина значения этого показателя была больше на 25,3%, 26,3%, 25,5% и 31,4%, соответственно, чем в контроле и спустя 3, 4 и 5 недель (табл. 2).

3.2.2 Структурно-клеточные взаимоотношения в корковом плато

Процент лимфоцитов в корковом плато лимфатических узлов на первой и второй неделе был меньше, чем в контроле, но на остальные сроки достоверно не отличался от исходного. Через 1 и 2 недели после начала эксперимента этот показатель был статистически достоверно меньше контрольного на 12,3% и 12,8%, соответственно (табл. 3).

Относительное содержание иммуно- и плазмобластов резко возросло уже на 1 и 2 неделе, потом этот показатель находился на уровне контроля. Через 1 и 2 недели этих клеток было больше, чем в контроле, в 2,3 и 2,4 раза, соответственно. На 5 неделе бластов было меньше в 2,3 раза, по сравнению с состоянием на 2 неделе (табл. 3).

Процент ретикулярных клеток постепенно возрастал и на 4 неделе был больше на 26,9%, чем спустя 1 неделю, а к 5 неделе превосходил значения аналогичных показателей на 1 и 2 неделе на 30,3% и 29,1%, соответственно (табл. 3).

Численная плотность таких клеточных элементов также постепенно возрастала и к 5 неделе была больше на 48,9% и 45,9%, соответственно, по сравнению с состоянием на 1 и 2 неделе (табл. 3).

Относительное количество макрофагов медленно возрастало в течение всего времени наблюдения и к 5 неделе было на 70,5% больше исходного (табл. 3).

Процент делящихся клеток в корковом плато был больше контроля на 1 и 2 неделе в 2,5 и 2,4 раза, соответственно, потом этот показатель постепенно снижался и достоверно не отличался от исходного (табл. 3).

Относительное число клеточных элементов с признаками деструктивных изменений возрастало до 2 недели, далее это показатель достоверно не отличался от исходного. Через 1 и 2 недели число таких клеток превосходило контрольный уровень в 4,1 и 4,9 раза, соответственно. На 3, 4 и 5 неделе процент клеток с явлениями деструкции был меньше в 2,4, 4,2 и 5,2 раза, также соответственно, относительно состояния на 2 неделе. Кроме того, к 5 неделе величина значения данного показателя была меньше в 4,4 раза, по сравнению с состоянием на 1 неделе (табл. 3).

Точно так же менялось и абсолютное содержание клеток с деструкцией ядра или цитоплазмы, но из-за большого значения ошибки средних величин оно только спустя 2 недели было больше в 4,3 и 4,6 раза, соответственно, чем в контроле и через 5 недель после начала эксперимента (табл. 3).

3.2.3 Структурно-клеточные взаимоотношения в паракортикальной зоне

Процент лимфоцитов в паракортикальной зоне лимфатических узлов на первой и второй неделях эксперимента был меньше, чем в контроле, а на остальные точки наблюдения достоверно не отличался от исходного. Через 1 и 2 недели величина значения этого показателя была статистически достоверно меньше контрольного на 13,9% и 16,5%, соответственно (рис. 18-29) (табл. 4).

Численная плотность ретикулярных клеток постепенно возрастала и на 4 и 5 неделе была больше на 41,6% и 29,3%, соответственно, чем спустя 1 неделю (табл. 4).

Относительное количество макрофагов медленно возрастало в течение всего времени наблюдения и на 2, 3, 4 и 5 неделе было в 2,6, 2,6, 2,5 и 2,7 раза, соответственно, больше исходного (рис. 18-29) (табл. 4).

Точно такая же динамика происходила и в абсолютном числе этих клеток. Этот показатель на 2, 3, 4 и 5 неделе был в 2,2, 2,6, 2,6 и 2,8 раза, соответственно, выше, по сравнению с контрольным уровнем (рис. 18-29) (табл. 4).

Процент тканевых базофилов в паракортексе через 4 недели был ниже в 6,5 раза, чем на 1 неделе (табл. 4).

Относительная численность митозов была выше контроля на 1 и 2 неделе в 2,6 и 2,8 раза, соответственно, потом этот показатель постепенно снижался и достоверно не отличался от исходного. При этом к 5 неделе величина значения данного показателя была меньше в 2,7 раза, по сравнению с состоянием на срок в 2 недели (табл. 4).

Процент клеток с признаками деструктивных изменений резко возрос к 1 неделе, далее это показатель постепенно уменьшался и на 3 неделе и позже достоверно не отличался от исходного. Через 1 и 2 недели число таких клеточных элементов превосходило контрольный уровень в 2,9 и 2,5 раза, соответственно. На 4 и 5 неделе процент клеток с явлениями деструкции был меньше в 2,7 и 2,6 раза, также соответственно, относительно состояния на 1 неделе. Кроме того, к 4 неделе величина значения данного показателя была меньше в 2,3 раза, по сравнению с состоянием спустя 2 недели (табл. 4).

Аналогично менялось абсолютное содержание клеток с деструктивными изменениями, но в связи с большим разбросом значений вариационного ряда, что, в свою очередь, обусловило высокое значение ошибки средних величин, численная плотность только спустя 2 недели была больше в 2,7 и 2,4 раза, соответственно, чем в контроле и на 5 неделе после начала эксперимента (табл. 4).

3.2.4 Структурно-клеточные взаимоотношения в лимфоидных фолликулах без герминативных центров

Процент лимфоцитов в лимфоидных узелках без центров размножения на первой и второй неделях был меньше, чем в контроле, а на остальные точки наблюдения достоверно не отличался от исходного. Через 1 неделю величина значения этого показателя была статистически достоверно ниже на 12,4%, 9,8%, 10,2% и 10,2%, соответственно, чем в контроле и спустя 3, 4 и 5 недель. На 2 неделе лимфоцитов было меньше на 10,4%, 7,8%, 8,2% и 8,2%, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 3, 4 и 5 неделе (табл. 5).

Относительное содержание иммуно- и плазмобластов резко возросло к 1 неделе, затем постепенно снижалось и на 3, 4 и 5 неделях достоверно не отличалось от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была больше в 2,7, 2,3, 2,5 и 2,4 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 3, 4 и 5 недель (табл. 5).

Численная плотность бластов на 1 и 2 неделе была выше в 2,7 и 2,4 раза, также соответственно, по сравнению с состоянием в контроле (табл. 5).

Относительное количество макрофагов увеличилось к 1 неделе, но в остальные сроки не отличалось от исходного. Через 1 неделю величина значения данного показателя была выше контрольной в 2,4 раза (табл. 5).

Точно такая же динамика происходила и в абсолютном числе этих клеток. Этот показатель на 1 и 3 неделе был в 2,5 и 2,3 раза, соответственно, выше, по сравнению с контрольным уровнем (табл. 5).

Через 1 неделю после начала эксперимента в цитограмме фолликулов без герминативных центров лимфатических узлов всех животных появились эритроциты. На второй неделе эти клетки были найдены только у отдельных крыс. В контроле и на остальные сроки наблюдения эритроциты не были обнаружены в лимфоидных узелках без центров размножения (табл. 5).

Процент митозов был выше контроля на 1 и 2 неделе в 2,3 раза, потом этот показатель постепенно снижался и достоверно не отличался от исходного. При этом через 4 и 5 недель величина значения данного показателя была меньше в 2,4 раза, по сравнению с состоянием на срок в 1 неделю, а спустя 3, 4 и 5 недель - ниже в 2,1, 2,3 и 2,4 раза, соответственно, чем на 2 неделе (табл. 5).

Число фигур митозов на 105 мкм2 площади среза фолликула через 2 недели было выше в 2,3, 2,3 и 2,5 раза, соответственно, по сравнению с состоянием в контроле и на 4 и 5 неделе (табл. 5).

Относительное содержание клеток с признаками деструктивных изменений резко возросло к 1 неделе, далее это показатель постепенно уменьшался и на 3 неделе и позже достоверно не отличался от исходного. Через 1 неделю число таких клеточных элементов превосходило в 3,2, 3,6 и 3 раза, соответственно, контрольный уровень и состояние спустя 3 и 4 недели (табл. 5).

Аналогично менялось абсолютное содержание клеток с деструктивными изменениями. Спустя 1 неделю величина значения данного показателя была больше в 3,3 и 3,5 раза, соответственно, чем в контроле и через 3 недели после начала эксперимента (табл. 5).

3.2.5 Структурно-клеточные взаимоотношения в мантийной зоне

Процент лимфоцитов в мантийной зоне лимфоидных фолликулов на 1 и 2 неделях был меньше, чем в контроле, но далее достоверно не отличался от исходного. Через 1 неделю величина значения этого показателя была статистически достоверно ниже на 17,5%, 12,1%, 14,9% и 15,6%, соответственно, чем в контроле и спустя 3, 4 и 5 недель. На 2 неделе лимфоцитов было меньше на 18,7%, 13,2%, 16% и 16,7%, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 3, 4 и 5 неделе (табл. 6).

Относительное содержание иммуно- и плазмобластов резко возросло к 1 неделе, затем оставалось на высоком уровне до 2 недели и далее достоверно не отличалось от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была больше в 2,8, 2, 2,3 и 2,4 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 3, 4 и 5 недель. На 2 неделе бластов было больше в 2,8, 2, 2,4 и 2,4 раза, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 3, 4 и 5 неделе (табл. 6).

Численная плотность иммуно- и плазмобластов также возросла к 1 неделе, оставалось на высоком уровне в течение 1 и 2 недель, а на более поздние сроки достоверно не отличалось от исходной. Данный показатель через 1 неделю был больше в 2,8, 2,3 и 2,4 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе количество бластов на единицу площади среза было выше в 2,9, 2,4 и 2,5 раза, соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе (табл. 6).

Процент моноцитов через 1 и 2 недели был выше в 2,3 и 2,6 раза, соответственно, чем в контроле. Кроме того, на 2 неделе моноцитов было больше в 2,3 раза, и также относительно состояния на 5 неделе (табл. 6).

Содержание моноцитов на единицу площади среза мантийной зоны через 1 и 2 недели превосходило контрольный уровень в 2,3 и 2,7 раза, соответственно (табл. 6).

Относительное количество макрофагов увеличилось к 1 неделе и оставалось повышенным до 3 недели. Этот показатель у интактных животных был ниже в 2,2, 2,2 и 2,1 раза, соответственно, чем через 1, 2 и 3 недели (табл. 6).

Абсолютное число этих клеток было выше контрольного уровня на 2-3 неделях, а в остальные сроки было хотя и больше исходного, но это отличие было недостоверным. Величина значения этого показателя через 2 и 3 недели была выше в 2,2 раза, чем в контроле (табл. 6).

Через 1 неделю после начала эксперимента в мантийной зоне лимфоидных узелков всех животных присутствовали эритроциты. На 2 неделе эти клетки были найдены только у отдельных крыс (табл. 6).

Процент митозов был выше контроля на 1 и 2 неделе, потом этот показатель постепенно снижался и достоверно не отличался от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была больше в 2,6, 2,9 и 3,1 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе фигур митозов было также больше в 2,6, 2,9 и 3,1 раза, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделях (табл. 6).

Численная плотность делящихся клеток также возросла к 1 неделе, оставалась на высоком уровне в течение 1 и 2 недель, а на более поздние сроки достоверно не отличалась от исходной. Данный показатель через 1 неделю был больше в 2,7, 2,8 и 3,2 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе количество митозов на единицу площади среза было выше в 2,6, 2,8 и 3,2 раза, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделях (табл. 6).

Относительное содержание клеток с признаками деструктивных изменений резко увеличилось к 1 неделе, далее это показатель постепенно уменьшался и на 3 неделе и позже достоверно не отличался от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была выше в 5,6, 6,5 и 5,8 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 3 и 4 недели. На 2 неделе клеток с явлениями деструкции было больше в 5,7, 6,7 и 6 раз, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 3 и 4 неделях (табл. 6).

Аналогично менялось абсолютное число клеток с деструктивными изменениями. Спустя 1 неделю величина значения данного показателя была больше в 5,8 и 6,6 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 3 недели. На 2 неделе таких клеток было больше в 5,9, 6,8 и 6 раз, также соответственно, по сравнению с контролем и состоянием на 3 и 4 неделях (табл. 6).

3.2.6 Структурно-клеточные взаимоотношения в центрах размножения

Процент лимфоцитов в герминативных центрах лимфоидных фолликулов на 1, 2 и 3 неделях был меньше, чем в контроле, но далее достоверно не отличался от исходного. Через 1 неделю величина значения этого показателя была статистически достоверно ниже на 42%, 23,4% и 31,9%, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе лимфоцитов было меньше на 57,8%, 37,2% и 46,6%, соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе. К 3 неделе этих лейкоцитов было меньше на 36,8% и 27,1%, также соответственно, но только по сравнению с контролем и с состоянием на 5 неделе (табл. 7).

Относительное содержание иммуно- и плазмобластов резко возросло к 1 неделе, затем оставалось на высоком уровне до 4 недели и далее (на 4 и 5 неделях) достоверно не отличалось от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была больше на 51% и 37,6%, соответственно, чем в контроле и спустя 5 недель. На 2 неделе бластов было больше на 66,5%, 31,4% и 51,8%, соответственно, относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе. К 3 неделе незрелых клеточных форм было больше на 51,9% и 38,5%, также соответственно, по сравнению с контролем и с состоянием на 5 неделе (рис. 18-29) (табл. 7).

Численная плотность иммуно- и плазмобластов также возросла к 1 неделе, оставалась на высоком уровне в течение 1 и 2 недель, и на более поздние сроки достоверно не отличалась от исходной. Данный показатель через 1 неделю был больше на 89,6%, 52,4% и 64,1%, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе количество бластов на единицу площади среза было выше на 94,1%, 56% и 67,9%, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе (рис. 18-29) (табл. 7).

Процент ретикулярных клеток сначала уменьшился, но на срок в 4 и 5 недель вернулся к уровню интактного контроля. Через 1 неделю величина значения этого показателя была статистически достоверно ниже на 65,3%, 29,1% и 51,8%, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе ретикулярных клеток было меньше на 68,4%, 31,5% и 54,6%, соответственно, и также относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе. К 3 неделе клеток стромы было меньше на 41,7%, но только по сравнению с контролем (табл. 7).

Относительное количество макрофагов увеличилось к 1 неделе и оставалось повышенным в течение всего времени наблюдения. Этот показатель у интактных животных был меньше на 95,4%, в 2,3, 2,1 раза, на 63,5% и 63,5%, соответственно, чем через 1, 2, 3, 4 и 5 недель (рис. 18-29) (табл. 7).

Абсолютное число этих клеток было выше контрольного уровня на 1-3 неделе, а в остальные сроки было хотя и больше исходного, но это отличие было недостоверным. Величина значения этого показателя через 1 неделю была выше в 2,4 раза, на 51,2% и 43,1%, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе макрофагов было больше в 2,7 раза и на 67,9%, также соответственно, относительно контроля и состояния на 4 неделе. К 3 неделе таких клеточных форм было больше в 2,3 раза, только по сравнению с контролем (рис. 18-29) (табл. 7).

Через 1 и 2 недели после начала эксперимента в центрах размножения лимфоидных узелков всех животных присутствовали эритроциты. На 3 и 4 неделе эти клетки были найдены только у отдельных крыс. В контроле и на 5 неделе клетки красной крови не были обнаружены в данных зонах лимфатических узлов всех животных (табл. 7).

Процент митозов был выше контроля на 1 и 2 неделе на 87,3% и 93,6%, соответственно, потом этот показатель постепенно снижался и достоверно не отличался от исходного (табл. 7).

Число фигур митозов на 105 мкм2 площади среза центра фолликула через 1 неделю было выше в 2,3, 2,2 и 2,2 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе делящихся клеток было больше в 2,2, 2,1 и 2,1 раза, также соответственно, относительно контроля и состояния на 4 и 5 неделе (табл. 7).

Относительное содержание клеток с признаками деструктивных изменений резко увеличилось к 1 неделе, далее этот показатель постепенно уменьшался и на 3 неделе и позже достоверно не отличался от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была выше в 2,9 раза, чем в контроле. На 2 неделе нежизнеспособных клеток было больше в 3,1 и 2,2 раза, соответственно, относительно контроля и состояния на 5 неделе (рис. 18-29) (табл. 7).

Аналогично менялось абсолютное число клеток с деструктивными изменениями. Спустя 1 неделю величина значения данного показателя была больше в 3,6 и 2,5 раза, соответственно, чем в контроле и спустя 5 недель. На 2 неделе таких клеток было больше также в 3,6 и 2,5 раза, также соответственно, и также относительно контроля и состояния на 5 неделе. К 3 неделе клеточных форм с признаками деструкции было больше в 2,9 раза, но только по сравнению с контролем (рис. 18-29) (табл. 7).

3.2.7 Структурно-клеточные взаимоотношения в мякотных тяжах

Процент лимфоцитов в цитограмме мякотных тяжей лимфатических узлов на 2 и 4 неделях был меньше на 33% и 25,9%, соответственно, чем в контроле (табл. 8).

Относительное содержание иммуно- и плазмобластов возросло к 1 неделе, затем оставалось на высоком уровне до 2 недели и далее достоверно не отличалось от исходного. Величина значения этого показателя через 1 неделю была выше на 64,2%, 54,8% и 61,6%, соответственно, чем в контроле и спустя 4 и 5 недель. На 2 неделе бластов было больше на 54,1%, и 51,6%, соответственно, относительно контроля и состояния на 5 неделе (табл. 8).