Морфологические изменения кости нижней челюсти в условиях местного воздействия на ее регенерацию при моделировании экспериментального дефекта

22,9±2,23*2

24,7±2,22*2

26,9±1,65*2

3 недели

22,8±1,17*3

16±1,52*2, 4, 5

21,7±1,71*3

24,2±1,59*3

4 недели

17,4±1,62*5

15,7±1,93*5

17±1,61*5

23,5±1,84*2, 3, 4

5 недель

13,5±1,47*5

13,1±1,11*5

15,5±1,74*5

21,5±1,55*2, 3, 4

Примечание: NA - численная плотность сосудов на 105 мкм2 площади среза; * - величины, достоверно отличающиеся от интактного контроля (9,99±0,92%) (р<0,05); 2, 3, 4, 5 - величины, достоверно различающиеся между собой в данных колонках (р<0,05).

Таблица 43.

Численная плотность всех клеток (NA) в дефекте нижней челюсти при регенерации дефекта нижней челюсти после различных способов воздействия на репаративный процесс (M±m)

Репаративный Процесс	Срок после операции
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
1	2	3	4	5	6
Естественное Течение	963±62,8*3, 4, 5, 6	672±58,3*2, 4, 5, 6	93,7±9,92*2, 3, 6	67,9±9,05*2, 3	58,6±6,07*2, 3, 4
После использования БТФС	144±13,4*3, 4, 5, 6	81,6±8,88*2, 6	72±8,57*2, 6	62,2±6,43*2	50,3±3,972, 3, 4
После введения АМСККП	673±54,5*3, 4, 5, 6	391±47,3*2, 4, 5, 6	73,1±7,53*2, 3, 5	56,1±3,48*2, 3, 4	55,5±4,992, 3
После имплантации ПГА	732±109*4, 5, 6	621±88,6*	487±53,3*2	462±69,4*2	418±78*2

Примечание: NA - численная плотность всех клеточных элементов на 105 мкм2 площади среза; * - величины, достоверно отличающиеся от интактного контроля (41,8±5,68%) (р<0,05); 2, 3, 4, 5, 6 - величины, достоверно различающиеся между собой в данных колонках (р<0,05).

Таблица 44.

Численная плотность всех клеток (NA) в дефекте нижней челюсти при регенерации дефекта нижней челюсти после различных способов воздействия на репаративный процесс (M±m)

Срок после операции	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
1	2	3	4	5
1 неделя	963±62,8*3, 4, 5	144±13,4*2, 4, 5	673±54,5*2, 3	732±109*2, 3
2 недели	672±58,3*3, 4	81,6±8,88*2, 4, 5	391±47,3*2, 3, 5	621±88,6*3, 4
3 недели	93,7±9,92*5	72±8,57*5	73,1±7,53*5	487±53,3*2, 3, 4
4 недели	67,9±9,05*5	62,2±6,43*5	56,1±3,48*5	462±69,4*2, 3, 4
5 недель	58,6±6,07*5	50,3±3,975	55,5±4,995	418±78*2, 3, 4

Примечание: NA - численная плотность всех клеточных элементов на 105 мкм2 площади среза; * - величины, достоверно отличающиеся от интактного контроля (41,8±5,68%) (р<0,05); 2, 3, 4, 5 - величины, достоверно различающиеся между собой в данных колонках (р<0,05).

Таблица 45.

Численность животных с морфологическими признаками появления красного костного мозга при регенерации дефекта кости нижней челюсти после различных способов воздействия на репаративный процесс (n(%))

Срок после операции	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
	Всего живот-ных (n)	Количество крыс с восста-новлением красного кост-ного мозга (n(%))	Всего живот-ных (n)	Количество крыс с восста-новлением красного кост-ного мозга (n(%))	Всего живот-ных (n)	Количество крыс с восста-новлением красного кост-ного мозга (n(%))	Всего живот-ных (n)	Количество крыс с восста-новлением красного кост-ного мозга (n(%))
1 неделя	12	-	12	-	12	-	12	-
2 недели	12	-	12	-	12	8(66,7%)	12	-
3 недели	12	3 (25%)	12	4(33,3%)	12	12(100%)	12	-
4 недели	12	11(91,7%)	12	8(66,7%)	12	11(91,7%)	8	3(37,5%)
5 недель	10	10(100%)	8	8(100%)	10	10(100%)	6	3(50%)

Таблица 46.

Размеры полостей со структурами красного костного мозга при регенерации дефекта кости нижней челюсти после различных способов воздействия на репаративный процесс (M±m)

Срок после операции	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
1	2	3	4	5
1 неделя	-*	-*	-*	-*
2 недели	-*4	-*4	0,203±0,013*2, 3, 5	-*4
3 недели	0,225±0,035*5	0,232±0,021*5	0,287±0,0325	-*2, 3, 4
4 недели	0,269±0,024	0,268±0,029	0,34±0,0325	0,225±0,02*4
5 недель	0,326±0,0415	0,336±0,0235	0,355±0,0415	0,197±0,043*2, 3, 4

Примечание: * - величины, достоверно отличающиеся от интактной кости (0,339±0,04 мм2; р<0,05); 2, 3, 4, 5 - величины, достоверно различающиеся между собой в данных колонках (р<0,05).

Таблица 47.

Сроки регенерации тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс при естественном ходе репаративных процессов

Показатель	Срок после операции
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
Морфологическая регенерация дефекта	-	-	+-	+	+
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	+-	+	+
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	-	-

Таблица 48.

Сроки регенерации тканей в участке повреждения кости нижней челюсти крыс после использования БТФС

Показатель	Срок после операции
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
Морфологическая регенерация дефекта	-	+-	+	+	+
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	+-	+	+
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	+	+

Таблица 49.

Сроки регенерации тканей в участке повреждения кости нижней челюсти крыс после введения АМСККП

Показатель	Срок после операции
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
Морфологическая регенерация дефекта	-	-	+-	+	+
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	+-	+	+	+
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	+	+	+	+

Таблица 50.

Сроки регенерации тканей в участке повреждения кости нижней челюсти крыс после имплантации ПГА

Показатель	Срок после операции
	1 неделя	2 недели	3 недели	4 недели	5 недель
Морфологическая регенерация дефекта	-	-	-	-	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	+-	+-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	-	-

Таблица 51.

Регенерация тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс через 1 неделю после его моделирования

Показатель	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
Морфологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	-	-

Таблица 52.

Регенерация тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс через 2 недели после его моделирования

Показатель	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
Морфологическая регенерация дефекта	-	+-	-	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	+-	-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	+	-

Таблица 53.

Регенерация тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс через 3 недели после его моделирования

Показатель	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
Морфологическая регенерация дефекта	+-	+	+	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	+-	+-	+-	-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	-	+	-

Таблица 54.

Регенерация тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс через 4 недели после его моделирования

Показатель	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
Морфологическая регенерация дефекта	+	+	+	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	+	+	+	+-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	+	+	-

Таблица 55.

Регенерация тканей в дефекте кости нижней челюсти крыс через 5 недель после его моделирования

Показатель	Репаративный процесс
	Естественное течение	После использования БТФС	После введения АМСККП	После имплантации ПГА
Морфологическая регенерация дефекта	+	+	+	-
Морфологические признаки восстановления красного костного мозга	+	+	+	+-
Рентгенологическая регенерация дефекта	-	-	-	-
Рентгенологические признаки восстановления красного костного мозга	-	+	+	-

ГЛАВА 8. ОБСУЖДЕНИЕ ПОЛУЧЕННЫХ РЕЗУЛЬТАТОВ

В эксперименте на крысах при повреждении кости нижней челюсти и спонтанном заживлении отверстие сразу после травмы заполняется кровью и там формируется сгусток из фибрина с большим числом эритроцитов. Через 1 неделю, при отсутствии инфекции и гнойно-воспалительных осложнений, в дефекте кости среди фрагментов кровяного сгустка, участков рыхлой волокнистой соединительной ткани и грануляций уже присутствовали отдельные островки молодой костной ткани. В некоторых случаях репарационные процессы шли очень быстро, и на этот срок уже все отверстие кости было заполнено островками вновь сформированной костной ткани, которые начали сливаться.

Через 2 недели в контрольной группе отверстие в кости нижней челюсти было полностью закрыто молодой костной тканью с большим числом полнокровных кровеносных сосудов по краю дефекта.

На все последующие сроки после повреждения кости нижней челюсти в контроле отверстие было полностью замещено вновь образованной костной тканью. О месте операции можно было судить по оставшимся крупным сосудам и хаотично расположенным костным балкам (костная мозоль). Иногда кость в дефекте практически не отличалась от окружающей ткани, только расположенные в некоторых участках структуры костной мозоли позволяли найти место хирургического вмешательства. В некоторых случаях на 3 неделе, в других - к четырем неделям в кости на месте дефекта появились полностью сформированные полости с красным костным мозгом.

Фибрин в тканях, согласно литературным данным, уменьшает выраженность воспалительного процесса (Voiculescu D. et al., 1968; Pop M. et al., 1969; Romanos G.E., Strub J.R., 1998; Колесников И.С., 2006; Майбородин И.В. и др., 2007а, 2008б, 2009б; Рагимова Т.М., 2009; Maiborodin I. et al., 2010; Ковынцев Д.Н., 2010) и ограничивает распространение инфекции (Dohan D.M. et al., 2006в; Choukroun J. et al., 2006б). То есть, при введении фибринового сгустка в полость раны, видимо, можно защитить окружающие ткани как от распространения микроорганизмов, так и от излишнего воздействия лизосомальных ферментов фагоцитов. Происходит ограничение деструкции и, в связи с этим, раньше начинаются регенераторные процессы, в тканях оказывается меньший объем антигенов и детрита, происходит более быстрое очищение раны.

Кроме этого, фибриновый сгусток является матрицей, по которой мигрируют лейкоциты (нейтрофилы), эндотелиоциты и фибробласты (Ren W.H. et al., 1999, 2000а, 2000б; Anitua E., 2001, 2006; Soffer E. et al., 2003; Sanchez A.R. et al., 2003; Sanchez M. et al., 2003; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Schmidt M.B. et al., 2006; Kaijzel E.L. et al., 2006; McDougall S. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007).

Согласно литературным данным, фибрин вместе с IgG обеспечивают миграцию фагоцитов и формирование условий для реорганизации некротизированных тканей (Lindskog S., Lilja E., 1983). В течение репарации раны фибрин действует как матрица для миграции и роста эндотелиальных и других клеток (Kaijzel E.L. et al., 2006). При заживлении кожного дефекта тромбоциты, дермальные фибробласты и эндотелиальные клетки действуют в кооперации. Тромбоспондин-1 из тромбоцитов стимулирует тубулогенез (начальная стадия ангиогенеза) эндотелиоцитами (Kellouche S. et al., 2007).

Продукты деградации фибрина вызывают миграцию остеогенных клеток и гингивальных фибробластов (первых быстрее) in vitro и более быструю регенерацию хирургических костных дефектов in vivo в эксперименте. Фибриновые клеи и пленки могут служить своеобразным субстратом для поддержки роста фибробластов и их функций (Blob U., Linden C., 1982; Nakaya H., Kamoi K., 1989; Ohazama A. et al., 1996; Costa-Noble da R. et al., 1996; Ozcan G. et al., 1997; Lorimier S. et al., 1997, 1998; Sullivan S.M. et al., 1997; Corrente G. et al., 1997; Fabris G. et al., 1998; Yaman Z., 1998; Ren W.H. et al., 1999, 2000а, 2000б; Soffer E. et al., 2003).

Плазма или фибриновый сгусток содержат множество цитокинов и ростовых факторов в высокой концентрации: тромбоцитарно-опосредованный ростовой фактор (Platelet-Derived Growth Factor (PDGF)), трансформирующий ростовой фактор бета (Transforming Growth Factor Beta (TGF-b)), тромбоцитарно-опосредованный эпидермальный ростовой фактор, тромбоцитарно-опосредованный фактор ангиогенеза, инсулино-подобный ростовой фактор (Insulin-Like Growth Factor 1 (IGF-1)) и тромбоцитарный фактор 4. Эти релизы вызывают миграцию и деление всех мезенхимальных (включая хондроциты и мезенхимальные стволовые клетки) и эпителиальных клеток, стимулируют синтез коллагена и матрикса соединительной ткани (Anitua E., 2001, 2006; Sanchez A.R. et al., 2003; Sanchez M. et al., 2003; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Schmidt M.B. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007). Причем эффект этих препаратов in vitro сильнее, чем комбинация всех известных цитокинов, не исключено, что там содержатся еще какие-либо неизвестные вещества или возможно потенцирование действия некоторых цитокинов (Kawase T. et al., 2005а, 2005б).

Мигрируя по фибрину (Lindskog S., Lilja E., 1983; Anitua E., 2001, 2006; Sanchez A.R. et al., 2003; Sanchez M. et al., 2003; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Schmidt M.B. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007), нейтрофилы более быстро достигают всех участков раны, даже покрытых наслоениями гноя и детрита и, таким образом, ткани эффективно очищаются от антигенных веществ (микроорганизмы и тот же детрит). Кроме того, при передвижении по фибриновому сгустку нейтрофилы частично «разжижают» его своими ферментами и даже плотный сгусток становится похожим на сеть.

Фибробласты, располагаясь в фибриновой сети (Ren W.H. et al., 1999, 2000а, 2000б; Anitua E., 2001, 2006; Soffer E. et al., 2003; Sanchez A.R. et al., 2003; Sanchez M. et al., 2003; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Schmidt M.B. et al., 2006; McDougall S. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007), начинают синтез коллагена не только со дна раны, но и из ее полости, таким образом более быстро на месте формируется рубцовая ткань.

Следует отметить, что фибрин не только облегчает миграцию фибробластов, но и сам по себе ускоряет синтез соединительной ткани (Re S. et al., 2002; Anitua E., 2001, 2006; Soffer E. et al., 2003; Sanchez A.R. et al., 2003; Sanchez M. et al., 2003; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Becker W., 2005; Колесников И.С., 2006; Schmidt M.B. et al., 2006; Ito K. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007; You T.M. et al., 2007а, 2007б; Lee H.J. et al., 2007; Майбородин И.В. и др., 2007а, 2008б, 2009б; Рагимова Т.М., 2009; Maiborodin I. et al., 2010; Ковынцев Д.Н., 2010).

Отмечено усиление регенерации костной ткани (костный дефект в эксперименте) при применении обогащенной тромбоцитами плазмы. Это подтверждено рентгенологическими и гистологическими исследованиями (Hokugo A. et al., 2005). Обогащенный тромбоцитами фибриновый клей с успехом был применен для ускорения приживления имплантатов в клинике и для лечения экспериментальных периимплантитов (Колесников И.С., 2006; You T.M. et al., 2007а, 2007б; Lee H.J. et al., 2007; Майбородин И.В. и др., 2007а, 2008б, 2009б; Рагимова Т.М., 2009; Maiborodin I. et al., 2010; Ковынцев Д.Н., 2010). Определенные перспективы имеет совместное применение препаратов фибрина, мезенхимальных стволовых клеток и обогащенной тромбоцитами плазмы (Ito K. et al., 2006).

Скорость заживления ран, плотность новообразованной костной ткани в дефектах кости намного выше при добавлении в схему лечения методик, основанных на концентрации тромбоцитов (Sonnleitner D. et al., 2000; Kim E.S. et al., 2001; Anitua E., 2001, 2006; Sanchez M. et al., 2003; Soffer E. et al., 2003; Sanchez A.R. et al., 2003; Kawase T. et al., 2003, 2005а, 2005б; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005). Альтернативой применения фибриновых клеев также может являться тромбоцитарный гель (Whitman D.H. et al., 1997).

Эндотелиоциты, также стимулированные к миграции фибрином (Anitua E., 2001, 2006; Sanchez M. et al., 2003; Sanchez A.R. et al., 2003; Kawase T. et al., 2003, 2005а, 2005б; Anitua E. et al., 2004, 2005, 2006а, 2006б; Hokugo A. et al., 2005; Yamazaki S. et al., 2005; Schmidt M.B. et al., 2006; Kaijzel E.L. et al., 2006; Schwartz-Arad D. et al., 2007), более быстро начинают процессы ангиогенеза (Kellouche S. et al., 2007) и вновь образованные сосуды располагаются не только в грануляциях по дну раны, но и в объеме фибриновой сети. Более быстрый рост сосудов в свою очередь облегчает миграцию лейкоцитов из сосудистого русла и синтез компонентов соединительной ткани.

Спустя 1 неделю после операции с последующим применением БТФС не происходит заполнения дефекта костной ткани кровяным сгустком, нет необходимости тратить время на лизис и элиминацию эритроцитов посредством фагоцитоза. В большинстве случаев уже к этому сроку весь дефект костной ткани был заполнен слившимися островками вновь сформированной кости. То есть регенерация кости после применения БТФС уже к 1 неделе привела к практически полному заполнению искусственного дефекта.

Ко второй неделе после использования БТФС происходило дальнейшее постепенное заполнение дефекта вновь образованной костной тканью с большим числом полнокровных кровеносных сосудов на периферии и формирование костной мозоли, которая полностью закрывала отверстие кости уже к 3 неделе, к этому же сроку было отмечено образование в месте хирургического вмешательства полостей с красным костным мозгом. Указанные изменения той или иной степени выраженности сохранялись и на последующие сроки наблюдения.

По результатам денситометрии дефекта кости нижней челюсти крыс при естественном заживлении и после применения БТФС было обнаружено, что плотность тканей при естественном ходе репаративных процессов статистически значимо отличалась от здоровой кости на контралатеральной стороне в течение 3 недель, а на фоне использования БТФС - только на 1 и 2 неделях.

То есть начало репарационных процессов при применении БТФС проходит интенсивнее, чем при спонтанном заживлении. Отверстие раньше и интенсивнее заполняется островками костной ткани, видимо, формирование костной ткани начинается сразу после операции без потери времени на лизис и удаление кровяного сгустка с большим числом эритроцитов. Костные островки раньше сливаются и формируют молодую костную ткань. Однако, эти различия практически нивелируются к 3 неделе после операции и далее регенерация идет практически одинаково.

В эксперименте на крысах инбредной линии Wistar-Kyoto деминерализованный костный матрикс без клеток или с МСККМП вводили в дефект боковой части черепа. Применение МСК сопровождается усилением ангиогенеза и остеогенеза в поврежденной зоне, результатом этого явилось полное восстановление кости. Кроме того, использование МСК привело к супрессии воспалительной реакции (Кругляков П.В. и др., 2005).

Подобные результаты были получены при лечении дефектов черепа минисвиней. Применение МСК (5х107/мл) способствовало более быстрой регенерации дефекта (2,15 см2 против 0,54 см2 в контрольном участке) по данным 3-хмерной компьютерной томографии. Прочность молодой кости к сдавлению была сравнимой с таковой в нормальных участках (80,536±19,302 MPa против 88,646±5,121 MPa в контроле) (Chang S.C. et al., 2003).

Регенерация костной ткани после ксенотрансплантации суспензии МСК человека или хондробластов была изучена на крысах с повреждениями обеих бедренных костей. Не было найдено признаков иммунологических реакций и других патологических изменений. Было обнаружено ускорение регенерации костей в период с 10 по 30 сутки, относительно контрольной группы. Имплантация МСК более значительно стимулирует репаративный остеогенез, по сравнению с применением хондробластов, что главным образом ассоциировано с ускорением созревания костных пластинок. Кроме того было найдено, что введение суспензии МСК с одной стороны стимулирует регенерацию тканей контралатеральной конечности. Сформированная костная ткань полностью интегрируется в окружающую кость и полностью ремоделируется (Фатхудинов Т.Х. и др., 2005).

На 8 неделе после применения МСК для лечения переломов предплечья (лучевая кость) у мышей эластичность новой костной ткани соответствовала таковой интактной кости. Регенерирующая кость характеризуется меньшим объемом, но возрастанием минеральной плотности. Осевая прочность элементов, восстановленных с использованием МСК, на сроки в 10 и 35 недель была в 1,5-2 раза выше по сравнению с контралатеральными неповрежденными костями (Kallai I. et al., 2010).

Плотность костной ткани при дистракционном остеосинтезе в эксперименте была больше после использования МСК, там раньше и более интенсивно образуется костная ткань, тогда как в контроле присутствуют большие островки хрящевой ткани (Shao Z. et al., 2007; Jiang X. et al., 2010).

Лечение некроза головки бедренной кости с применением МСК было применено для лечения 3 пациентов, использовали внешнюю фиксацию. Получены очень обнадеживающие результаты, прослеженные в течение более, чем 3 лет (Cancedda R. et al., 2003).

На основании приведенных данных литературы мы ожидали ускорения регенерации поврежденной кости после введения АМСККП и, соответственно, большей ее плотности, по сравнению с результатами денситометрии челюсти при естественном течении репаративных процессов (Xiao Y. et al., 2003; Yamasaki T. et al., 2005, 2008; Fukui M. et al., 2005; Sakai D. et al., 2006; Shao Z. et al., 2007; Jiang X. et al., 2010; Kallai I. et al., 2010; Kumar S. et al., 2010; Chang S.H. et al., 2010; Zhang Z.Y. et al., 2010).

Скорее всего, падение плотности в очаге по данным денситометрии на 2 и 5 неделях после операции в обеих группах связано с развитием красного костного мозга. На 1 неделе идет активное развитие кости и было отмечено повышение плотности, далее формируется красный костный мозг, который расположен в полостях и, соответственно, плотность костной ткани падает. После введения МСККМП костный мозг образуется быстрее и более выражено, поэтому более значительно уменьшается плотность костной ткани в участке повреждения.

Следует обратить внимание, что и при морфологической оценке процессов репарации были также получены данные о значительном прогрессировании развития структур красного костного мозга после введения АМСККП.

На фоне введения АМСККП в культуральной среде спустя 1 неделю состояние тканей в дефекте кости практически соответствует контролю, однако, следует отметить значительно большее число кровеносных сосудов в структурах, заполняющих отверстие в кости, в том числе и в грануляциях.

На 2 неделе после введения АМСККП необходимо отметить формирование красного костного мозга уже на этот срок. То есть к этому времени наблюдали резкое ускорение процессов, приведшее к быстрому развитию или регенерации в костной мозоли гемопоэтической структуры - костного мозга.

На последующие сроки происходило дальнейшее слияние островков костной ткани с последующим формированием костной мозоли и прогрессирующее восстановление красного костного мозга.

По результатам денситометрии дефекта кости нижней челюсти крыс при естественном заживлении и после применения АМСККП было обнаружено, что плотность тканей статистически значимо отличалась от здоровой кости на 2 и 5 неделях. При этом спустя 4 и 5 недель после операции плотность кости в дефекте на фоне применения АМСККП была меньше, чем при естественном ходе репаративного процесса.

Согласно литературным данным, мезенхимальные стромальные (стволовые) клетки формируют строму костного мозга, а гемопоэтические стволовые клетки участвуют в регенерации красного костного мозга. Поэтому не происходит образования костного мозга при введении только гемопоэтических клеток в различные участки тела (Patt H.M., Maloney M.A., 1975). Однако, в последнее время появились данные о возможности трансдифференцировки гематопоэтических клеток костного мозга в тканеспецифичные стволовые клетки и обратно (Ratajczak M.Z. et al., 2004).

Введение в моделях на грызунах суспензии МСККМП и деминерализованного костного матрикса в пустую костномозговую полость трубчатой кости привело к образованию трабекул и стромы, поддерживающей гематопоэз (Gurevitch O. et al., 2003). После применения графта из композиции гидроксиапатита и коллагенового геля с МСК для замещения средней трети бедренной кости у кроликов, кроме формирования новой костной ткани с постепенной биодеградацией искусственного материала, были найдены структуры костного мозга (Chang S.H. et al., 2010).

Свидетельств деградации полимера из ПГА на все сроки эксперимента не получено. После применения ПГА на все точки наблюдения сохранялось неизменным отверстие в кости, где находился сам матрикс. Признаков консолидации полимера с краем дефекта костной ткани ни в одном случае не было. По результатам денситометрии дефекта кости нижней челюсти крыс после применения ПГА было обнаружено, что плотность тканей в участке повреждения практически на все сроки наблюдения была постоянно достоверно меньше, чем на интактных участках кости на контралатеральной стороне.

В Сибирском федеральном университете (г. Красноярск) была разработана технология получения ПГА, сконструировано и запущено в 2005 году первое отечественное опытное производство биосовместимых и полностью рассасываемых в биологических средах полимеров различной структуры и экспериментальных изделий биомедицинского назначения. Разработанные из ПГА шовные нити, трубчатые эндопротезы и мембраны допущены к клиническим испытаниям (Шишацкая Е.И. и др., 2002, 2008а, 2008б, 2008в; Войнов Н.А., Волова Т.Г., 2004; Волова Т.Г.и др., 2005, 2006а, 2006б, 2010; Volova T.G. et al., 2007; Шишацкая Е.И., 2007, 2009; Бояндин А.Н. и др., 2008; Войнова О.Н. и др., 2009; Яковлев А.В. и др., 2010).

В литературе имеются свидетельства о лизисе ПГА и активном формировании костной ткани на месте его внедрения в участки повреждения различных костей (Шишацкая Е.И. и др., 2008в).

В острых и хронических экспериментах на лабораторных животных было показано, что биодеградация ПГА зависит от химической структуры полимера, от места имплантации и формы изделия, происходит медленно гуморальным и клеточным путями, главным образом с поверхности изделия, без образования локальных дефектов и резкого снижения прочности. В биодеградации ПГА принимают участие макрофаги и гигантские клетки инородных тел с высокой активностью кислой фосфатазы, коррелирующей с активностью фермента в сыворотке крови животных. Основной мишенью для полимерных частиц являются ткани печени, а также почек и селезенки. Наиболее активное разрушение микрочастиц полимерного матрикса происходит в селезенке и печени. ПГА пригодны к использованию от нескольких месяцев до года, не вызывают воспалительных, некротических, склеротических или иных негативных реакций в окружающих тканях и не препятствуют репарации in vivo, что особенно ценно для хирургических нитей, эндопротезов и остеоимплантатов (Freier T. et al., 2002; Шишацкая Е.И. и др., 2008а, 2009; Босхомджиев А.П., 2010). В экспериментах по изучению репаративного остеогенеза было показано, что имплантаты из некоторых ПГА, в, частности, полигидроксибутират, обладают выраженными направленными остеопластическими свойствами (Шишацкая Е.И. и др., 2008в).

Наиболее подходящим для медицинских целей из всех ПГА считается полигидроксибутират, так как наиболее полно отвечает требованиям, предъявляемым к материалам биомедицинского назначения (Ребров А.В. и др., 2002; Дубинский В.А. и др., 2004; Boskhomdzhiev A.P. et al., 2010), который был получен ещё в 1926 году, но только в последнее десятилетие научный интерес к нему и вообще полимерам этого класса особенно усилился. Есть данные о том, что полигидроксибутират обладает наибольшими тромборезистентными и биосовместимыми характеристиками среди изученных ПГА. Хорошая биосовместимость полигидроксибутирата обусловлена в первую очередь тем, что он в виде олигомеров (до 150 остатков 3-гидроксимасляной кислоты) присутствует в крови и тканях млекопитающих (Reusch R.N. et al., 2003). Свойства полигидроксибутирата позволяют широко использовать этот полимер для культивирования клеток, реконструкции тканей в хирургии, ортопедии, травматологии, создания различных имплантируемых медицинских изделий: сосудистых протезов, пародонтологических мембран, протезов для остеосинтеза и регенерации хрящевой ткани, а также для нанесения биосовместимых покрытий на другие медицинские изделия (стенты, сетчатые эндопротезы, сосудистые протезы и т.п.) (Chen G.Q., Wu Q., 2005; Федоров М.Б. и др., 2007; Волова Т.Г. и др., 2010; Яковлев А.В. и др. 2010).

Однако, согласно нашим результатам, ни у одного животного, а это 50 особей, не было найдено абсолютно никаких результатов деградации ПГА. Практически во всех наблюдениях в течение всех 5 недель матрикс сохранялся в дефекте кости нижней челюсти без изменений и выпадал из отверстия во время подготовки материала (удаление жевательных мышц после фиксирования формалином) к изучению методами морфологического и рентгенологического анализа. В тех случаях, когда ПГА не был найден в участке внедрения, полимер присутствовал в окружающих мягких тканях (жевательных мышцах), куда он самопроизвольно сместился. В данных случаях полимер был отграничен от окружающих тканей фиброзной капсулой с большим числом макрофагов, фибробластов и фиброцитов, на некоторых участках присутствовали небольшие единичные гигантские клетки инородных тел.

То есть полимер из ПГА при внедрении в участок повреждения кости нижней челюсти не деградирует, не встраивается в молодую костную ткань и не консолидируется к окружающим участкам поврежденной кости. Этот полимер в костной ткани ведет себя не как биодеградируемая субстанция, а как биологически инертное вещество. В результате проведенных экспериментов получены данные не о влиянии ПГА на репаративный процесс, а об особенностях регенерации костной ткани и реакций регионарных лимфатических узлов в условиях внедрения в участок повреждения биологически инертного инородного тела.

Отметим еще раз, что на все сроки наблюдения в течение 5 недель сохранялось отверстие в кости, где находился матрикс, отделенный от краев дефекта сначала соединительной тканью, а затем молодой костной тканью и тонкой фиброзной капсулой непосредственно по краю полимера. Начиная с 3 недель по краю костного дефекта начинается формирование грубой костной мозолит с хаотичным расположением структур кости, видимо, обусловленное длительным раздражением или постоянным разрушением и восстановлением костной ткани по краю участка повреждения. Возможно, что такое разрушение и восстановление костной ткани обусловлено смещением, даже небольшом, полимера при жевании, тем более, что крысы, в основном, употребляют твердую пищу.

По результатам изучения относительной площади и численной плотности сосудов на срезе участка повреждения кости нижней челюсти крыс при различных способах влияния на регенераторные процессы было найдено, что наиболее быстро возвращение к норме указанных показателей происходит у животных после применения БТФС и после введения АМСККП. На фоне применения БТФС на срок с 1 по 3 неделю численная плотность сосудов в поврежденной кости была статистически достоверно меньше, чем при естественном ходе регенерации, после введения суспензии АМСККП в культуральной среде и после имплантации ПГА.

В результате исследования численной плотности клеточных элементов на срезе участка повреждения кости нижней челюсти крыс при различных способах влияния на регенераторные процессы также было обнаружено, что наиболее быстро возвращение к норме указанных показателей происходит у животных после применения БТФС и после введения АМСККП в культуральной среде. После использования клеточных или фибриновых технологий количество клеток на единице площади среза к 5 неделе после операции соответствовало интактному контролю. При естественном ходе репаративных процессов и после имплантации ПГА к концу времени наблюдения так и не произошла нормализация значений величин данного показателя. Кроме того, на фоне использования БТФС на срок в 1 и 2 недели численная плотность клеток в поврежденной кости была статистически достоверно меньше, чем при естественном ходе регенерации, после введения АМСККП и после имплантации ПГА.

Сразу после операции при естественном ходе репаративного процесса кровяной сгусток постепенно замещается сначала грануляциями, а потом молодой костной тканью. В грануляционной ткани очень много кровеносных сосудов, фибробластов, непосредственно участвующих в формировании этих грануляций, и лейкоцитов, лизирующих как сам сгусток, так и тканевой детрит, оставшийся в дефекте кости после моделирования травмы. Поэтому в первые сроки после операции очень высоки значения показателей, характеризующих относительную площадь сосудов на срезе ткани, численную плотность сосудов и клеточных элементов на единицу площади среза. По мере заполнения дефекта островками молодой костной ткани и формирования костной мозоли количество сосудов и клеточных элементов быстро уменьшается, но даже к 5 неделе значения указанных показателей еще статистически достоверно отличались от интактного контроля.

Видимо, такая же картина наблюдается после введения в искусственно созданный дефект суспензии АМСККП в культуральной среде. Так же образуются грануляции, характеризующиеся большим числом сосудов и клеток, так же происходит постепенная замена грануляций молодой костной тканью и костной мозолью. Однако, все эти процессы идут быстрее, чем при естественном заживлении, что и обусловливает несколько лучшие результаты. Вместе с этим, быстрое формирование полостей с красным костным мозгом приводит к некоторому возрастанию численности сосудов и количества клеточных элементов, что в свою очередь, замедляет нормализацию значений указанных показателей.

После применения БТФС дефект кости заполняется фибриновым сгустком, там не образуются (или образуются в значительно меньшем объеме - между краем дефекта и фибринового сгустка) грануляции. Поэтому даже уже на срок в 1 неделю после операции есть достоверные отличия выраженности васкуляризации и содержания клеточных элементов в этих группах от состояния при естественном течении репаративных процессов.

Постепенно БТФС лизируется лейкоцитами и быстро замещается молодой костной тканью, и далее, костной мозолью. Эти процессы идут гораздо быстрее, чем при самостоятельном заживлении.

После имплантации ПГА между краем дефекта и полимером также сначала формируется кровяной сгусток, который потом замещается грануляциями, молодой костной тканью и, далее, костной мозолью. Однако в дефекте присутствует инородное тело - ПГА, которое не только не деградирует, но и не консолидируется с окружающей костной тканью в участке повреждения. Кроме того, полимер смещается при сокращении мышц, например, при жевании, и травмирует регенерирующие структуры по краю дефекта. Таким образом, происходит постоянное восстановление и разрушение грануляций и молодой костной ткани (которая также замещается грануляциями) по краю дефекта, а грануляционная ткань характеризуется высокими показателями васкуляризации и клеточной инфильтрации.

Рассмотрим еще один результат экспериментальных исследований репаративных процессов в кости нижней челюсти крыс.

В результате хирургического вмешательства при создании отверстия в кости нижней челюсти в некоторых случаях была повреждена ростовая зона корня центрального нижнего резца. В таких случаях в течение всего времени наблюдения не произошло полной репарации созданного дефекта, независимо от того, использовали БТФС, АМСККП, ПГА или нет. Несомненные признаки регенерации были найдены только на 5 неделе и только в тех случаях, когда животное самопроизвольно потеряло поврежденный зуб. Вместе с признаками регенерации поврежденной кости нижней челюсти на этот срок у крыс были найдены и явления восстановления структур корня зуба, то есть через некоторое время следует ожидать восстановления потерянного зуба.

Полученные данные еще раз свидетельствуют в пользу того, что при травме костей челюстей необходимо удаление поврежденных при этом корней зубов. Оставшиеся в зоне повреждения зубы, даже у крыс, где регенераторный потенциал сохраняется высоким в течение всей жизни, полностью не восстанавливаются в течение длительного времени и, кроме этого, замедляют заживление поврежденного участка кости нижней челюсти.

По лимфатическим сосудам осуществляется транспорт микробных токсинов и метаболитов из воспалительного очага в регионарные и коллекторные лимфатические узлы (Буянов В.М., Алексеев А.А., 1990). Последние представляют собой мощный биологический фильтр, способный задержать продукты распада (Ottaviani G., 1970; Schroer H., Hauck G., 1977; Сапин М.Р., Борзяк Э.И., 1982; Бородин Ю.И., Григорьев В.Н., 1986).

Барьерная функция лимфатических узлов при воспалении состоит в замедлении лимфооттока и создании оптимальных условий для фагоцитоза, накопления лимфоцитов и максимального сближения их с макрофагами (Поликар А., 1965; Sterns E., Doris P., 1967; Бородин Ю.И., Григорьев В.Н., 1986).

После индукции воспалительного процесса созданием отверстия в кости нижней челюсти и при естественном течении регенерации в субмандибулярных лимфатических узлах расширяется корковое плато и сужается паракортикальная зона. Эти изменения были зарегистрированы уже на первой неделе после начала эксперимента, далее они постепенно возвращались к исходному уровню.

Также к 1 неделе увеличивается объемная плотность лимфоидных фолликулов без центров размножения, в фолликулах с центрами расширяется мантийная зона и уменьшаются герминативные центры, увеличивается площадь на срезе органов структур мозгового вещества: мякотных тяжей и мозговых синусов. Однако, величины значений этих показателей нормализуются к 3-4 неделе и затем остаются на уровне контроля до конца времени наблюдения.

Скорее всего, поступление антигенов (из собственных поврежденных тканей) из места операции и создания искусственного костного дефекта приводит к пролиферации В-лимфоцитов коркового плато, за счет этого, видимо, и расширяется эта зона. Кроме пролиферации в клетках коркового плато стимулируется дифференцировка. Активно делящиеся и созревающие лимфоциты формируют лимфоидные фолликулы без герминативных центров. Далее в таких узелках, по мере дифференцировки клеток, образуются светлые центры. Так как клетки по периферии продолжают делиться, в данных узелках процент периферии (мантийной зоны) более высок, относительно самих центров размножения.

По мере дифференцировки лимфоцитов в фолликулах, относительно зрелые клеточные элементы мигрируют в мякотные тяжи, по-видимому, вследствие этого и происходит гипертрофия этих структур.

Расширение коркового плато, лимфоидных фолликулов, мякотных тяжей и мозговых синусов, скорее всего, и приводит к сокращению процента паракортикальной зоны на срезе лимфатических узлов. Сужению паракортекса также может способствовать миграция Т-лимфоцитов из лимфатических узлов в пораженные ткани при воспалении (Bjerke K., Brandtzaeg P., 1986; Brandtzaeg P., Bjerke K., 1989; Brandtzaeg P., 1997; Farstad I.N. et al., 2000; Peng H.J. et al., 2000; O'Hanlon T.P. et al., 2000).

Любая воспалительная реакция затрагивает микроциркуляторное русло. В тканях происходит увеличение лимфопродукции на фоне блокады как кровеносных, так и лимфатических сосудов. Эта реакция происходит для ограничения участка воспаления и предотвращения диссеминации антигенов, токсинов и инфекционных агентов по всему организму посредством системы микроциркуляции.

При микроциркуляторных расстройствах блокируется не только микроциркуляции крови, но и лимфоток. Острый и хронический воспалительный процесс затрагивает в первую очередь лимфатическую систему, которая и осуществляет дренаж посторонних чужеродных и антигенных веществ из патологического очага (Жданов Д.А., 1952; Foldi M., 1969; Ottaviani G., 1970; Casley-Smith J.R., 1973; Зербино Д.Д., 1971, 1974; Guyton A.C. et al., 1975; Панченков Р.Т. и др., 1986; Бородин Ю.И., 1989; Буянов В.М., Алексеев А.А., 1990; Бородин Ю.И. и др., 1995, 1996, 1997).

Во-первых, тромбируются и эмболизируются детритом лимфатические сосуды и капилляры на протяжении. "Закрытие" лимфатических сосудов является одним из важнейших факторов при возникновении воспалительного отека, ограничивающим попадание бактерий и токсических веществ с места воспаления в кровь. Это, в определенной мере, следует рассматривать как целесообразный защитный механизм (Поликар А., 1965; Rusznyak I. et al., 1967; Casley-Smith J.R., 1973; Чернух А.М., 1979; Чернух А.М., Фролов Е.П., 1982; Elias R.M. et al., 1987).

Во-вторых, блокируются лимфатические узлы (Сапин М.Р. и др., 1978; Сапин М.Р., Борзяк Э.И., 1982; Бородин Ю.И. и др., 1995, 1996, 1997). Следует отметить, что эти явления блокады лимфатического русла при воспалительной реакции оправданы и предохраняют организм от диссеминации инфекции и токсинов через кровеносную систему (Поликар А., 1965; Rusznyak I. et al., 1967; Casley-Smith J.R., 1973; Чернух А.М., 1979; Чернух А.М., Фролов Е.П., 1982; Elias R.M. et al., 1987). В лимфатических узлах происходит сброс части лимфы в кровеносные сосуды и вместе с лимфой возможно проникновение микроорганизмов в кровь (Русньяк И. и др., 1957; Pressman J.J. et al., 1964; Rusznyak I. et al., 1967; Бородин Ю.И., Томчик Г.В., 1967, 1970; Бородин Ю.И., 1969; Бородин Ю.И., Григорьев В.Н., 1986). О возможной роли лимфатических узлов в диссеминации инфекции при стоматологических воспалительных процессах сообщают И.Ф. Ярошенко с соавт. (1987а, 1987б) и E.S. Tjomkin с соавт. (1990).

По мере разрешения лимфостаза сначала в лимфатические сосуды, а затем в регионарные лимфатические узлы, в данном случае - субмандибулярные, поступает большой объем детрита, антигенов и иммунокомпетентных клеток. Эти антигенные вещества вызывают гипертрофию паренхимы коркового плато и стимулируют образование и расширение лимфоидных фолликулов как без герминативных центров, так и с центрами размножения.

Кроме того, большой объем лимфы с клеточным и тканевым детритом вызывает расширение синусной системы лимфатических узлов. В этом исследовании было отмечено расширение мозговых синусов. Расширение системы промежуточных синусов, проходящих в корковом веществе, также может являться одним из факторов, способствующих гипертрофии коркового плато.

Следует учитывать, что часто такая блокада или перегрузка синусной системы детритом и антигенами может завершаться склеротической трансформацией: инкапсуляция детрита или блокированных синусов соединительной тканью и постепенное их полное замещение (Хлопина И.Д., Михалочкина В.И., 1964; Cimpeanu L., Castiniu M., 1966; Прокофьев В. Ф., 1976; Wolfe H. et al. 1979; Цыб А.Ф. и др., 1980; Kinmonth J.B., Wolfe J.H., 1980; Fyfe N.C. et al., 1982; Rada I.O. et al., 1983; Tudose N., Rada O., 1984; Browse N.L., 1986; Бородин Ю.И. и др., 2000). При этом отмечают гиперплазию ретикулярной ткани с пролиферацией ретикулярных клеток, огрубение ретикулярного остова и разрастание коллагеновых структур. Согласно данным А. Поликара (1965), лимфоидные органы отвечают гиперплазией ретикулярной ткани на действие различных раздражителей химического и биологического характера.

В корковом плато лимфатических узлов крыс с естественным протеканием репаративных процессов на 1-2 неделях возросло число иммуно- и плазмобластов, делящихся клеток и клеточных элементов с признаками деструктивных изменений, на фоне этого уменьшилось число лимфоцитов. Затем численность указанных клеток нормализовалось, но к концу наблюдения увеличилось содержание ретикулярных клеток и макрофагов.

Поступление антигенов из разрушенных в результате хирургического вмешательства тканей вызывает пролиферацию и дифференцировку В-клеток коркового плато, из-за этого в данной зоне возрастает число фигур митозов и содержание незрелых клеточных элементов - иммунобластов и плазмобластов, при одновременном уменьшении числа их предшественников - лимфоцитов.

В качестве клеток с признаками деструкции мы рассматривали клетки с необратимыми некробиотическими изменениями ядра и цитоплазмы (кариопикноз, кариорексис, кариолизис, выраженная вакуолизация ядра или цитоплазмы и т.п.), когда происхождение (тип) этих клеток определить было невозможно. Подобные изменения клетки приобретают при воздействии на них лейкоцитов, когда данные клетки стали по какой-либо причине антигенными для этого организма: ошибки во время митоза, проникновение микроорганизмов, воздействие некоторых физических (ионизирующие излучения) и химических (перекисное окисление) факторов, ферментов бактерий, ферментов из разрушенных собственных тканей организма.

В данном случае мы связываем увеличение численности клеток с признаками деструкции, во-первых, с активацией собственных лизосом в результате возрастания митотической активности и стимуляции дифференцировки лимфоцитов, иммуно- и плазмобластов. При увеличении количества делящихся клеток, возрастает численность и объектов, в которых при митозе произошли какие-то ошибки (нарушения расхождения хромосом и др.). В этих клетках, ввиду их неполноценности, запускаются процессы апоптоза или, ввиду антигенности дефектных клеток, они лизируются ферментами фагоцитов. В том и другом случае в таких клетках можно наблюдать кариопикноз (уплотнение ядра), кариорексис (распад ядра), вакуолизацию ядра и цитоплазмы и другие признаки деструкции.

Во-вторых, также не исключено, что на процессе увеличения числа клеток с необратимыми изменениями сказывается и возрастание прямого воздействия антигенных и токсических веществ из места воспалительной реакции.

Постепенно, по мере регенерации тканей в ране, объем антигенов, поступающих в лимфатические узлы, снижается. За счет этого, а также за счет прекращения формирования лимфоидных фолликулов, в корковом плато нормализуется численность вышеуказанных клеточных элементов.

При массивном поступлении клеточного и тканевого детрита, часть его может оседать в просвете промежуточных синусов. Такие крупные фрагменты детрита или постепенно лизируются фагоцитами или сначала инкапсулируются, а потом полностью замещаются соединительной тканью.

Развитие склероза в различных структурах лимфатических узлов, согласно литературным данным, начинается именно с «огрубления» их ретикулярной стромы (Хлопина И.Д., Михалочкина В.И., 1964; Поликар А., 1965; Cimpeanu L., Castiniu M., 1966; Прокофьев В. Ф., 1976; Wolfe H. et al. 1979; Цыб А.Ф. и др., 1980; Kinmonth J.B., Wolfe J.H., 1980; Fyfe N.C. et al., 1982; Rada I.O. et al., 1983; Tudose N., Rada O., 1984; Browse N.L., 1986; Бородин Ю.И. и др., 2000).

То есть увеличение численности в корковом плато ретикулярных клеток и макрофагов, которые являются неотъемлемым компонентом соединительной ткани, к концу времени наблюдения, скорее всего, связано с постепенной склеротической трансформацией этой зоны.

У крыс при спонтанном заживлении участка повреждения кости нижней челюсти в паракортикальной зоне лимфатических узлов на 1-2 неделях уменьшается численность лимфоцитов и возрастает митотическая активность и количество клеток с признаками деструкции, а затем эти показатели не отличаются от исходных. Содержание макрофагов и ретикулярных клеток постепенно возрастало и к концу времени наблюдения было достоверно больше контрольных.

Скорее всего, в паракортексе начинают делиться активированные Т-клетки и выходить за пределы этих лимфатических узлов для функционирования в пораженных тканях, антигены из которых стимулировали пролиферацию и миграцию этих лимфоцитов (Bjerke K., Brandtzaeg P., 1986; Brandtzaeg P., Bjerke K., 1989; Brandtzaeg P., 1997; Farstad I.N. et al., 2000; Peng H.J. et al., 2000; O'Hanlon T.P. et al., 2000). По-видимому, за счет этого усиливается митотическая активность, возрастает число клеток с явлениями деструкции и уменьшается численность самих лимфоцитов.

Клеточный детрит оседает в промежуточных синусах не только на уровне коркового плато, но и на уровне паракортикальной зоны. Видимо, там также начинаются процессы склеротической трансформации, сопровождающиеся возрастанием числа макрофагов и клеток стромы.

В лимфоидных фолликулах без центров размножения, мантийной зоне и центрах узелков со светлыми центрами на 1-2 неделе возросло число иммуно- и плазмобластов, макрофагов, митозов, клеток с признаками деструктивных изменений при одновременном уменьшении количества лимфоцитов.

Активация антигенами В-лимфоцитов коркового плато стимулирует их пролиферацию и дифференцировку, далее клетки формируют лимфоидные фолликулы без герминативных центров, где процессы размножения и созревания клеток продолжаются. За счет этого в таких структурах возрастает число иммунно- и плазмобластов, фигур митозов и нежизнеспособных клеток при одновременном сокращении количества лимфоцитов.

Кратковременный подъем числа макрофагов, видимо, обусловлен или необходимостью лизиса детрита, поступающего из места хирургического вмешательств или образованием и присутствием большого числа клеток с явлениями деструкции.

В мякотных тяжах лимфатических узлов животных при спонтанной регенерации дефекта кости через 1-2 недели после операции возросли число иммуно- и плазмобластов, моноцитов, макрофагов и клеток с признаками деструктивных изменений при одновременном уменьшении количества лимфоцитов. Необходимо отметить присутствие делящихся клеток на 1-2 неделе в цитограмме мякотных тяжей всех животных, фигуры митозов в данных структурах контрольных животных найдены не были.

Клеточный состав мякотных тяжей представлен, в основном, зрелыми плазматическими клетками и появление в них иммунобластов и плазмобластов, видимо, обусловлено выраженной антигенной стимуляцией из места хирургического вмешательства. Такая стимуляция приводит и к миграции незрелых В-клеток из коркового плато и, видимо, к делению недифференцированных клеток в самих тяжах. Об этом же свидетельствует и одновременное появление митотической активности, клеток с явлениями деструкции и сокращение содержания лимфоцитов.

Мякотные тяжи граничат со всех сторон с содержимым мозговых синусов, где при воспалительной реакции присутствует большой объем детрита и антигенов, прошедших через промежуточные синусы. Скорее всего, с антигеным присутствием в синусной системе мозгового вещества связано возрастание численности моноцитов и макрофагов.

В системе мозговых синусов субмандибулярных лимфатических узлов животных с естественной регенерацией участка повреждения кости нижней челюсти на 1-2 неделях увеличилась численная плотность всех клеток, количество иммуно- и плазмобластов, моноцитов, макрофагов, нейтрофилов, эритроцитов и клеточных элементов с признаками деструктивных изменений, на фоне этого уменьшается число лимфоцитов. Затем численность указанных клеток нормализуется, но к концу наблюдения увеличивается содержание плазматических и ретикулярных клеток.