Морфофункціональні зміни у головному мозку щурів, поросят і курей за експериментального Т-2 токсикозу та впливу розчинів натрію гіпохлориту

Размещено на http://www.allbest.ru/

БІЛОЦЕРКІВСЬКИЙ національний АГРАРНИЙ УНІВЕРСИТЕТ

УДК: 619:611.8:616-091:615:636.4.5:576.31:599.23

16.00.02 - патологія, онкологія і морфологія тварин

Автореферат

дисертації на здобуття наукового ступеня

доктора ветеринарних наук

МОРФОФУНКЦІОНАЛЬНІ ЗМІНИ У ГОЛОВНОМУ МОЗКУ ЩУРІВ, ПОРОСЯТ І КУРЕЙ ЗА ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО Т-2 ТОКСИКОЗУ ТА ВПЛИВУ РОЗЧИНІВ НАТРІЮ ГІПОХЛОРИТУ

Коцюмбас Галина Іванівна

Біла Церква - 2008

Дисертацією є рукопис.

Робота виконана у Львівському національному університеті ветеринарної медицини та біотехнологій ім. С.З. Гжицького Міністерства аграрної політики України.

Науковий консультант - доктор ветеринарних наук, професор Урбанович Павло Павлович, Львівський національний університет ветеринарної медицини та біотехнологій ім. С.З. Гжицького, професор кафедри патологічної анатомії і гістології

Офіційні опоненти: доктор біологічних наук, професор НОВАК Віталій Петрович, Білоцерківський національний аграрний університет, завідувач кафедри анатомії та гістології

доктор ветеринарних наук, професор БОРИСЕВИЧ Борис Володимирович, Національний аграрний університет, завідувач кафедри патологічної анатомії

доктор ветеринарних наук, професор ГУФРІЙ Дмитро Федорович, Львівський національний університет ветеринарної медицини та біотехнологій ім. С.З. Гжицького, завідувач кафедри фармакології та токсикології

Захист дисертації відбудеться “20” березня 2008 року о 12 годині на засіданні спеціалізованої вченої ради Д 27.821.02 у Білоцерківському національному аграрному університеті за адресою: 09111, м. Біла Церква, вул. Ставищанська 126; навчальний корпус № 8, ауд. № 1.

З дисертацією можна ознайомитись у бібліотеці Білоцерківського національного аграрного університету за адресою: м. Біла Церква, Соборна площа, 8/1.

Автореферат розісланий “ 1 ” лютого 2008 року. Учений секретар спеціалізованої вченої ради М.П. Чорнозуб

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ

Актуальність теми. Мікотоксикози - захворювання тварин і птиці, зумовлені згодовуванням кормів, контамінованих грибами родів Fusarium, Aspergillus, Penicillum. За несприятливих умов зберігання і переробки зернових культур вони виділяють токсичні метаболіти, які за хімічною структурою належать до трихотеценів, полікетидів, терпенів (Малинін О.О., Хмельницький Г.О, 2002; Духницький В.Б., 2005; Тутелян В.А., 2005). Згодовування кормів, забруднених мікотоксинами, послаблює опірність організму, знижує продуктивність і відтворну здатність тварин та якість продукції (Doerr J.F., 1986; Рухляда В.В., 1987; Shuh M., 2001; Іваницький М.Е., 2003).

На практиці токсичність кормів, контамінованих мікотоксинами, виявляється з великим запізненням, коли у тварин і птиці спостерігаються виражені клінічні симптоми отруєння та настає загибель. Одним із найнебезпечніших токсинів, що продукують гриби роду Fusarium, є Т-2 токсин. Вплив його на організм тварин і птиці, внаслідок ускладнення бактеріальними, мікоплазмовими та вірусними інфекціями, часто залишається поза увагою, що є серйозною проблемою для спеціалістів ветеринарної медицини.

Слід зазначити, що типовими симптомами у тварин за Т-2 токсикозу є в тій чи іншій мірі виражені нервові явища (Тревор Смит, 2002; Котик А.М., Труфанова В.О., 2005). Однак, незважаючи на це, структурно-функціональний стан центральної нервової системи, зокрема гісто- і ультраструктурні зміни капілярів, нейрогліального комплексу, нейронів та апарату нервової передачі - синапсів головного мозку і птиці - за тривалого Т-2 токсикозу залишаються досі не вивченими.

Фундаментальні дослідження щодо впливу Т-2 токсину на структурну організацію та про- і антиоксидантні системи головного мозку ссавців і птиці допоможуть розкрити не з'ясовані питання патогенезу, причини розвитку клінічних симптомів та внесуть доповнення в діагностику і схему лікування захворювання. Враховуючи викладене вище, набуває актуальності вивчення впливу Т-2 токсину на центральну нервову систему.

Залишаються не вирішеними питання профілактики та лікування тварин за мікотоксикозів, оскільки на сьогодні немає нешкідливих та недорогих ветеринарно-терапевтичних засобів. Зважаючи на це, існує потреба в розробці ефективних, екологічно чистих і дешевих препаратів для нейтралізації та виведення токсинів з організму і нормалізації функціонування органів та систем (Алдеев Д.В., 2003; Давтян Д.А., 2003). Перспективним у вирішенні вищезгаданої проблеми є застосування розчину натрію гіпохлориту (ГХН) (Гольдфарб Ю.С., 1997; Зон Г.А., Котик А.М., 2001; Петров С.І., Лужников Е.А., 2004). У Російській Федерації розроблені електролізери різних марок (ЭДО-4, СТЭЛ, ДЭО-01-МЭДЭК), за допомогою яких отримують розчини ГХН (Кирюткин Г.В., Горлов И.Ф., 2002; Марченко А.В., 2003). Однак ці розчини (ГХН-2) неможливо стандартизувати, вони не стабільні та використовуються лише свіжоприготовленими (Величенко А.Б., Гиренко Д.В., 2006).

В Українському державному хіміко-технологічному університеті (УДХТУ, м. Дніпропетровськ) розроблена технологія промислового виробництва стабільного високочистого розчину натрію гіпохлориту (ГХН-1) під комерційною назвою Септокс (Величенко А.Б., Лук'яненко Т.В., 2006). Вплив його на організм ссавців і птиці, зокрема й за Т-2 токсикозу, досі не вивчений.

У зв'язку з вищезазначеним, актуальним є вивчення морфофункціонального стану центральної нервової системи у ссавців і птиці за тривалого Т-2 токсикозу та впливу різних розчинів ГХН. Дослідження гісто-, ультраструктури й стану про- та антиоксидантної систем різних формацій головного мозку тварин і птиці за цих умов дасть змогу визначити терапевтичний ефект та нейрометаболічну дію розчинів ГХН за Т-2 токсикозу, стануть науковим підґрунтям для розробки та впровадження в практику нових ветеринарних лікарських засобів для профілактики і терапії Т-2 токсикозу.

Зв'язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дисертаційна робота виконана згідно з державною програмою підготовки спеціалістів вищої кваліфікації через докторантуру на базі Львівського національного університету ветеринарної медицини та біотехнологій ім. С.З. Гжицького в межах комплексних наукових робіт кафедри патологічної анатомії та гістології „Морфофункціональний стан органів і тканин тварин та птиці при мікотоксикозах і за впливу дезінтоксикантів” (державна реєстрація № 0106U011969), керівником якої є докторант, та лабораторії імуноморфології Державного науково-дослідного контрольного інституту (ДНДКІ) ветпрепаратів і кормових добавок „Розробити і модифікувати методи контролю, провести порівняльну оцінку ефективності нових хіміко-фармацевтичних, біологічно активних, рослинних препаратів та кормових добавок” (державна реєстрація № 01014006354), де докторант є співавтором окремого розділу. морфогенез патогенетичний нервовий мозок

Мета роботи - вивчити патоморфологію і морфогенез змін головного мозку та встановити патогенетичні механізми ураження центральної нервової системи, обґрунтувати динаміку морфофункціональних змін головного мозку білих щурів, поросят і курей за експериментального Т-2 токскозу та визначити нейрометаболічний ефект розчинів ГХН, одержаних на різних електрохімічних установках.

Для досягнення мети були поставлені такі завдання: 1) вивчити клінічні симптоми, морфологічні і біохімічні показники крові та патоморфологічні зміни деяких внутрішніх органів у лабораторних тварин, поросят і птиці за експериментального Т-2 токсикозу та умов застосування розчинів ГХН; 2) з'ясувати морфогенез змін головного мозку за тривалого експериментального Т-2 токсикозу білих щурів; 3) визначити морфофункціональний стан сенсомоторної кори, гіпоталамуса і мозочка білих щурів під час дії розчину ГХН-2; 4) вивчити морфогенез змін фронтальної кори, мозочка і довгастого мозку поросят за Т-2 токсикозу та впливу розчинів ГХН; 5) з'ясувати рівень пероксидного окиснення ліпідів (ПОЛ) і стан системи антиоксидантного захисту (АОС) у чітко визначених морфофункціональних ділянках головного мозку поросят за Т-2 токсикозу та впливу розчинів ГХН; 6) вивчити морфологічні зміни гіпоталамічної ділянки мозочка, довгастого мозку, а також бурси, тимуса і селезінки птиці за експериментального Т-2 токсикозу та впливу різних концентрацій розчинів ГХН; 7) з'ясувати рівень ПОЛ та активність ферментів АОС у гіпоталамічній ділянці, мозочку і довгастому мозку курей за Т-2 токсикозу та впливу різних концентрацій розчинів ГХН.

Об'єкт дослідження - морфогенез змін центральної нервової системи та патогенез мікотоксикозів тварин.

Предмет дослідження - симптоми, патоморфологія внутрішніх органів, морфогенез змін головного мозку білих щурів, поросят і курей за експериментального Т-2 токсикозу та впливу різних розчинів ГХН.

Методи дослідження: токсикологічні (встановлення ЛД50 Т-2 токсину); клініко-анатомічні (визначення загального стану тварин та макроскопічних змін в органах і тканинах); морфологічні (кількість еритроцитів, лейкоцитів і лейкограма), біохімічні (гемоглобін, загальний білок і його фракції), імунологічні (бактерицидна і лізоцимна активність сироватки та фагоцитарна активність нейтрофілів крові); гістологічні - тканин фронтальної кори, гіпоталамічної ділянки, мозочка, довгастого мозку і внутрішніх органів (фарбування гематоксиліном та еозином, за Ван-Гізоном); гістохімічні (за методиками Ніссля, Браше, Мак-Мануса, Гольджі, Гольджі-Клатцо, Ройта, суданом чорним); електронно-мікроскопічні і біохімічні (кількість МДА, ДК, активність ферментів СОД, КАТ, ГПО, ГР) фронтальної кори, гіпоталамічної ділянки, мозочка та довгастого мозку; морфометричні (встановлення структурно-функціональних одиниць на мікроскопічному рівні); статистичні (вірогідність отриманих результатів).

Наукова новизна роботи. Застосовано комплексний підхід до вивчення морфофункціональних особливостей перебігу токсичної енцефалопатії за Т-2 токсикозу білих щурів, поросят і курей та впливу різних розчинів ГХН, який передбачає використання клініко-анатомічних, токсикологічних, гематологічних, гістологічних, гістохімічних, електронно-мікроскопічних і біохімічних (ПОЛ та АОС) досліджень для вивчення змін головного мозку і деяких внутрішніх органів.

Уперше вивчено динаміку структурних змін у різних морфофункціональних ділянках головного мозку білих щурів, поросят і курей за хронічного експериментального Т-2 токсикозу. Встановлено, що на ранніх етапах токсикозу (10-у добу у білих щурів і поросят та 7-у в курей) у структурах гемокапілярів, макроглії, нейронів, нейропіля прогресували дистрофічні процеси (фаза деструктивних змін). На 20-у добу у щурів та поросят і на 14-у - в курей на тлі дистрофічних і деструктивних змін активізувалися компенсаторно-адаптативні процеси (фаза реактивних змін). У щурів на 30-у добу превалювали атрофічні, деструктивні процеси і значне випадіння нервових клітин в усіх досліджуваних ділянках мозку, що зумовило дезорганізацію провідних шляхів та спричинило тяжкі незворотні порушення інтегрованої діяльності синапсів і структурно-функціональ-ного стану головного мозку (фаза декомпенсації).

Уперше визначена позитивна дія розчину ГХН-2 (виготовленого на установці ДЭО-01-МЭДЭК) в концентрації 30 мг/л на білих щурах і встановлено, що застосування його 15 діб поспіль на тлі Т-2 токсикозу зумовлює лікувально-стимулювальну дію на структурні елементи головного мозку, а за тривалішого введення (25 діб) на тлі 1/10 ЛД50 виявлено пригнічення структурно-функціо-нального стану клітинних компонентів нервової тканини мозку.

Уперше проведено детальний порівняльний аналіз ПОЛ та активності ферментів АОС і досліджено морфофункціональний стан мікроциркуляторного русла нейрогліальних елементів, нейронів, нервових волокон та синапсів фронтальної кори, патогістологію мозочка, довгастого мозку. Визначено, що у поросят розчини ГХН покращують перебіг окисно-відновних процесів, регулюють АОС, енергетичний метаболізм клітин та їх білоксинтезувальну функцію, сприяють внутрішньоклітинній репарації нейронів, відростків, нейрогліальних елементів та мікросудин.

Уперше вивчено морфофункціональні зміни, стан про- і антиоксидантної систем гіпоталамічної ділянки, мозочка та довгастого мозку курей за Т-2 токсикозу та впливу розчинів ГХН. Це дало можливість об'єктивно оцінити динаміку структурно-функціональних змін у різні періоди хвороби і визначити найчутливіші й захищені у філогенетичному розвитку ділянки головного мозку курей за споротрихіелотоксикозу.

Виявлені за тривалої дії Т-2 токсину виражені морфобіохімічні порушення фронтальної кори, гіпоталамічної ділянки, мозочка, довгастого мозку ссавців і птиці дали змогу розкрити морфогенез змін, з'ясувати патогенетичні механізми енцефалопатії, індукованої Т-2 токсином, та встановити матеріальний субстрат неврологічних розладів.

Встановлено, що низькі концентрації розчинів ГХН проявляють виражену нейрометаболічну дію, знижують стан гіпоксії мозку. Застосування їх ефективне у токсигенній стадії отруєння, в умовах циркуляції токсинів у крові.

Практичне значення роботи полягає в тому, що на підставі вивчення морфогенезу уражень нервової системи за дії Т-2 токсину розкриті патогенетичні механізми розвитку енцефалопатії та встановлені характерні особливості морфобіохімічних змін у досліджуваних морфофункціональних формаціях головного мозку. За результатами досліджень розроблені та рекомендовані до впровадження методи лікування Т-2 токсикозу в курей. За індукованої Т-2 токсином енцефалопатії застосування розчинів ГХН сприяє відновленню структурно-функціо-нального стану гемато-нейронального бар'єру, нормалізації гемодинаміки, зменшенню набряку, гіперпластичним і репаративним процесам органел нейронів та синапсів, відновленню відростків астроцитів, мієлінових оболонок аксонів і шипиків дендритів, що активізує апарати нервової передачі. Аналіз результатів структурно-функціональних змін, стану про- і антиоксидантної систем у головному мозку поросят і курей за впливу різних розчинів ГХН дозволило науково обґрунтувати терапевтичну концентрацію з нейрометаболічним ефектом за тривалого Т-2 токсикозу. Матеріали дисертаційної роботи використані під час написання монографії “Доклінічні дослідження ветеринарних лікарських засобів” (Львів: Тріада плюс, 2006. - 360 с.), яка схвалена науково-технічною радою Державного департаменту ветеринарної медицини (протокол № 2 від 19 грудня 2004 р.), навчального посібника “Патологічна анатомія тварин” (К: Вет-інформ, 2007. ? 880 с.) для студентів внз ІІІ-ІV рівнів акредитації.

За результатами досліджень у співавторстві видано методичні рекомендації “Т-2 токсикоз птиці” та “Мікотоксикози тварин”, які розглянуті, схвалені та затверджені науково-методичною комісією Державного департаменту ветеринарної медицини України (відповідно, протокол № 4 від 05.09. 2004 р. та протокол № 5 від 19.12. 2006 р.).

На підставі проведених досліджень розроблені та затверджені головою Державного департаменту ветеринарної медицини технічні умови України “Розчин натрію гіпохлориту” (ТУ У 24.4-00485670-047-2004) та “Септокс” (ТУ У 24.4-33636972-001-2006), а також листівки-вкладки на ці препарати.

Подано дві заявки на патенти про винахід і одержано позитивні рішення “Спосіб лікування Т-2 токсикозу птиці” (№ 20040503724) та “Спосіб лікування мікотоксикозів птиці розчином високочистого гіпохлориту натрію” (№ 2007 09304).

Отримані результати досліджень дали можливість впровадити лікувально-профілактичні заходи під час отруєння Т-2 токсином поросят і птиці в господарствах Львівської області.

Матеріали дисертаційної роботи використовуються в наукових дослідженнях кафедри патологічної анатомії і гістології та навчальному процесі під час викладання дисципліни “Патологічна анатомія” студентам ЛНУВМтаБТ ім. С.З. Гжицького, Національного аграрного університету (НАУ) за спеціальністю 7.130501 - Ветеринарна медицина і слухачам Інституту післядипломної освіти та перепідготовки кадрів.

Особистий внесок здобувача. Автором особисто обґрунтовано наукову концепцію, яка покладена в основу дисертаційної роботи. Увесь обсяг експериментальних досліджень за темою дисертаційної роботи, підбір і аналіз даних літератури, статистична обробка й теоретичне обґрунтування одержаних результатів, їх опис та аналіз виконані докторантом самостійно.

Досліди на лабораторних тваринах і птиці виконували у віварії ДНДКІ вет-препаратів та кормових добавок (м. Львів), а на поросятах ? у господарстві ПП “Західний Буг” Буського району Львівської області. Токсикологічні та гематологічні, дослідження проводили в лабораторії імуноморфології ДНДКІ ветпрепаратів та кормових добавок. Патолого-анатомічні, гістологічні та гістохімічні дослідження виконували на кафедрі патологічної анатомії і гістології ЛНУВМтаБТ ім. С.З. Ґжицького; біохімічні тканин мозку - на кафедрі біофізики, а електронно-мікроскопічні - в лабораторії електронної мікроскопії Львівського національного університету (ЛНУ) ім. Івана Франка за консультативної допомоги кандидата біологічних наук О.Р. Кулачковського.

Апробація результатів дисертації. Основні результати досліджень апробовані на: ХХV міжнародному конгресі патоморфологів „Neuropathology end haematopathology” (Німеччина, м. Мюнхен, 2007); міжнародних наукових конференціях „Bezpiezenstwo pasz dla bezpiezenstwa zywnosci” (Польща, м. Пулави, 2006, 2007); міжнародних науково-практичних конференціях: „Проблеми неінфекційної патології тварин” (м. Біла Церква, 2000, 2005, 2006), „Сучасні аспекти розробки, маркетингу і виробництва ветеринарних препаратів” (м. Харків, 2004), „Ветеринарна медицина - 2005: сучасний стан та актуальні проблеми за безпечення ветеринарного благополуччя тваринництва” (м. Ялта, 2005), „Ветеринарні препарати: розробка, контроль якості та застосування” (м. Львів, 2005, 2007), „Актуальные проблемы в условиях современного животноводства” (Білорусія, м. Мінськ, 2005), „Сучасні проблеми біохімії, фізіології та функціональної морфології продуктивних тварин” (м. Дніпропетровськ, 2005), „Наукові та практичні аспекти ветеринарної медицини в Україні” (м. Біла Церква, 2006), „Сучасні проблеми ветеринарної медицини в свинарстві” (м. Київ, 2006), „Сучасність та майбутнє аграрної науки та виробництва” (м. Львів, 2006); науково-практичних конференціях: „Сучасні проблеми ветеринарної фармакології, токсикології і фармації” (м. Київ, 2006), „Сучасні проблеми здоров'я і патології тварин” (м. Львів, 2006), „Сучасні проблеми епідеміології, мікробіології та гігієни” (м. Львів, 2006); на ІV з'їзді Українського біофізичного товариства (м. Донецьк, 2006); на Всеукраїнському семінарі „Експрес-методи діагностики пріонних інфекцій” (м. Київ, 2003, 2004; м. Дніпропетровськ, 2005), обговорені і схвалені на засіданнях вченої ради Львівського національного університету вет медицини та біотехнологій ім. С.З. Гжицького (ЛНУВМ та БТ ім. С.З. Гжицького).

Публікації. Основні положення дисертаційної роботи висвітлені у 61 праці: монографії (1); навчальному посібнику (1); у наукових виданнях, перелік яких затверджений ВАК України (29); фахових періодичних виданнях (13); методичних рекомендаціях (2); деклараційних рішеннях на корисну модель (2); технічних умовах (2); матеріалах і тезах конференцій (11).

Обсяг та структура роботи. Дисертаційна робота викладена на 27 сторінках комп'ютерного тексту (основний текст роботи складає 345 с.) і складається зі вступу, вибору напрямів досліджень, матеріалу та методів виконання роботи, 5 розділів результатів власних досліджень, аналізу та узагальнення результатів досліджень, висновків, пропозицій виробництву, списку використаних джерел та додатків. Робота ілюстрована 252 рисунками та 17 таблицями. Список використаних джерел включає 578 найменувань, у тому числі 148 - з далекого зарубіжжя.

ВИБІР НАПРЯМІВ ДОСЛІДЖЕНЬ. МАТЕРІАЛ І МЕТОДИ ВИКОНАННЯ РОБОТИ

Експериментальну частину дисертаційної роботи проводили на клінічно здорових тваринах, яких підбирали за принципом аналогів. Знаходилися вони в однакових умовах утримання: безпородні білі щури 4?6-місячного віку, масою тіла 180?250 г, отримані з репродуктора „Глеваха” Інституту токсикології МОЗ України; 3?4-місячні кури породи „ISABROWN”, масою тіла 900?1200 г; 2,5-місячні поросята великої білої породи, масою тіла 18?20 кг. Досліди на лабораторних тваринах і птиці виконували у віварії ДНДКІ ветпрепаратів та кормових добавок, а на поросятах ? у господарстві ПП „Західний Буг” Буського району Львівської області згідно з методичними рекомендаціями "Токсикологічний контроль нових засобів захисту тварин" та „Доклінічні дослідження ветеринарних лікарських засобів”. Експерименти на тваринах і птиці проводили упродовж 2000?2007 рр. відповідно до правил Європейської конвенції гуманного ставлення до лабораторних тварин.

Для відтворення експериментального Т-2 токсикозу в лабораторних тварин і птиці використовували кристалічний Т-2 токсин, отриманий у лабораторії мікотоксикології Інституту птахівництва УААН з культури гриба Fusarium sporotrichіеlla, який під час введення розводили 1 %-ним розчином етанолу, а в поросят - згодовуванням комбікорму, контамінованого Т-2 токсином, (61 мкг/кг).

Для лікування Т-2 токсикозу тваринам і птиці усіх дослідних груп застосовували розчини натрію гіпохлориту: ГХН-2, виготовлений на технічній установці ДЭО-01-МЭДЭК, та ГХН-1 під комерційною назвою Септокс (виробник УДХТУ, м. Дніпропетровськ). Схема досліджень подана на рисунку. 1.

На першому етапі досліджень на лабораторних тваринах і птиці встановлювали ЛД50 отриманого Т-2 токсину, враховуючи, що, згідно з літературними даними, межі ЛД50 Т-2 токсину для щурів є 5?8, птиці - 4?8 мг/кг маси тіла. Для цього сформували три дослідні та одну контрольну групи зі щурів і курей - по 5 у кожній. Контрольним групам вводили 1 %-ний розчин етанолу в дозах 4 мл на щура та 1 мл на курку. Щурам І групи вводили Т-2 токсин у дозі 8 мг/кг, ІІ - 6,75, а ІІІ - 5 мг/кг маси тіла. Курям І групи вводили Т-2 токсин у дозі 5,6 мг/кг, ІІ - 6,5 та ІІІ - 8 мг/кг маси тіла. Т-2 токсин у формі розчину і 1 %-ний етанол (розчинник) вводили одноразово, натще, внутрішньошлунково за допомогою зонда для щурів та гумової трубочки у воло птиці. Упродовж досліду спостерігали за поведінкою і загальним станом тварин. Клінічні дослід-ження щурів і курей дослідних та контрольних груп проводили за загальноприйнятими методами, враховуючи їх фізіологічний стан, поведінку та загибель.

На другому етапі досліджень моделювали хронічний Т-2 токсикоз у щурів. Для цього було сформовано 5 груп, по 16 тварин у кожній. Приготовлений розчин Т-2 токсину вводили щодобово, натще, внутрішньошлунково, протягом 30 діб за допомогою металевого зонда для щурів. Починаючи з 5-ї доби досліду, для лікування тварин за Т-2 токсикозу білим щурам ІІІ і V груп застосовували розчин ГХН-2 в концентрації 30 мг/л. Тваринам І групи (контрольним) вводили 1 %-ний розчин етанолу, ІІ ? Т-2 токсин у дозі 1/10 ЛД50 (0,67 мг/кг маси тіла) і випоювали воду, ІІІ ? Т-2 токсин у дозі 1/10 ЛД50 та замінювали випоювання води на розчин ГХН-2; ІV ? Т-2 токсин у дозі 1/20 ЛД50 (0,34 мг/кг) і випоювали воду, V групи - Т-2 токсин у дозі 1/20 ЛД50 та замінювали випоювання води на розчин ГХН-2. Клінічні спостереження за тваринами в експерименті за хронічного Т-2 токсикозу проводили з визначенням загального стану та функції окремих систем організму. На 10, 20 і 30-у доби у щурів визначали масу тіла та по чотири щури з кожної групи декапітували, за умов легкого ефірного наркозу, і відбирали кров для проведення морфологічних та біохімічних досліджень, проводили патолого-анатомічний розтин, та для гістологічних, гістохімічних, морфометричних, електронно-мікроскопічних досліджень відбирали сенсомоторну кору головного мозку, гіпоталамус і мозочок.

На третьому етапі досліджень відтворювали хронічний Т-2 токсикоз у поросят. Для цього було сформовано 4 групи тварин - по 8 у кожній.

Рисунок 1- Схема досліду

Поросятам І групи (контрольної) згодовували доброякісний, повноцінний комбікорм. Тваринам ІІ, ІІІ та ІV груп 20 діб поспіль згодовували контамінований Т-2 токсином комбікорм і випоювали питну воду. Починаючи з 10-ї доби, тваринам ІІІ групи замінювали воду розчином ГХН-1, а ІV - розчином ГХН-2 у концентрації 200 мг/л. Упродовж досліду за тваринами здійснювали клінічне спостереження, реєстрували строки розвитку токсикозу і час загибелі тварин. На 10 та 20-у доби у тварин визначали масу тіла, відбирали кров для гематологічних досліджень і по 4 тварини з кожної групи забивали, за умов легкого хлороформового наркозу, проводили патолого-анатомічний розтин і відбирали шматочки тканин уражених ділянок шкіри, печінки, нирок, серця, легень, тимуса, мезентеріальних лімфатичних вузлів і селезінки для гістологічного дослідження. Для гістологічного, гістохімічного, біохімічного і електронно-мікроскопічного досліджень відбирали ділянки фронтальної кори, мозочка і довгастого мозку.

На четвертому етапі досліджень моделювали хронічний Т-2 токсикоз у птиці. Для цього було сформовано 4 групи курей - по 10 у кожній. Птиці контрольної групи вводили 1 %-ний розчин етанолу і випоювали воду. Курям ІІ, ІІІ і ІV дослідних груп вводили Т-2 токсин у дозі 0,28 мг/кг (1/20 ЛД50) упродовж 14 діб і випоювали воду. Починаючи з 7-ї доби досліду, курям ІІІ групи випоювали розчин ГХН-1 у концентрації 20 мг/л, а птиці ІV - ГХН-2 у концентрації 30 мг/л. Курям ІІ групи продовжували випоювати воду. Протягом досліду за птицею здійснювали постійне клінічне спостереження, реєстрували ознаки токсикозу і час загибелі. На 7 і 14-у доби відбирали кров для гематологічних та імунологічних досліджень, визначали масу тіла і по 5 курей з кожної групи декапітували за умов легкого ефірного наркозу. Проводили патолого-анатомічний розтин і відбирали шматочки тимуса, клоакальної сумки, селезінки, а також гіпоталамічну ділянку, мозочок та довгастий мозок для гістологічного, гістохімічного, біохімічного та електронно-мікроскопічного досліджень.

У щурів, поросят і птиці з гематологічних показників визначали: кількість еритроцитів та лейкоцитів - шляхом підрахунку у камері з сіткою Горяєва; диференційований підрахунок клітин крові - мікроскопічним дослідженням мазків крові; вміст гемоглобіну - геміглобiнцiанiдним методом (з ацетонціангідридом). У птиці кількість еритроцитів підраховували із застосуванням розчинів А та В. У щурів і птиці вміст загального білка в сироватці крові визначали за допомогою рефрактометра RL3; співвідношення білкових фракцій сироватки крові - методом електрофорезу на плівках з ацетату целюлози. Крім того, у птиці визначали показники неспецифічної резистентності крові: бактерицидну та лізоцимну активність сироватки крові, відповідно, фотонефелометричним і фотоелектроколориметричним методами за В.Ю. Чумаченком та співавт., фагоцитарну активність нейтрофілів крові - за В.В. Гостевим і вираховували інтенсивність фагоцитозу.

Розтин трупів тварин і птиці та відбір уражених і неуражених ділянок шкіри, внутрішніх органів, мозку, фіксацію та виготовлення гістопрепаратів здійснювали за загальноприйнятими методиками.

Відібрані у лабораторних тварин, поросят і птиці після патолого-анатоміч-ного розтину шматочки тканин з вищевказаних ділянок головного мозку фіксували у 15 %-ному нейтральному формаліні та розчині Карнуа з подальшою заливкою у парафін для гістологічного і гістохімічного досліджень. Для виявлення астроцитарної глії та стінок судин шматочки свіжої тканини головного мозку готували за методом Гольджі у модифікації Клатцо. У поросят і птиці відібрані шматочки головного мозку заморожували у скрапленому азоті для визначення вмісту продуктів ПОЛ та активності ферментів АОС.

На санному мікротомі з парафінових блоків виготовляли серійні зрізи товщиною 8-15 мкм. Препарати фарбували за стандартними методиками: гематоксиліном та еозином, за Ван-Гізоном. Для виявлення мієлінових волокон гістозрізи фарбували за Соколянським та Ройтом, а також суданом чорним (гістозрізи виготовляли на заморожувальному мікротомі); для виявлення хроматофільної речовини - тіоніном за методом Ніссля; РНК ? за методом Браше; глюкопротеїдів - за Мак-Манусом. Виконання всіх гістохімічних методів супроводжувалося необхідним контролем для підтвердження їхньої специфічності.

Світлову мікроскопію і мікрофотографування гістопрепаратів здійснювали за допомогою мікроскопа OLYMPUS CX 41 та фотокамери OLYMPUS С-5050. Морфометричне дослідження нейронів сенсомоторної кори лабораторних тварин проводили з використанням морфометричної програми DP-SOFT для мікроскопа.

Для поглибленого вивчення структури нейронів (органел, ядерного хроматину, відростків і синапсів), мембран нейрогліальних елементів та ендотелію капілярів застосовували електронно-мікроскопічні дослідження. Для цього відбирали шматочки сенсомоторної кори і гіпоталамуса у лабораторних тварин; фронтальної кори - у поросят; гіпоталамічної ділянки - у курей. Матеріал фіксували у 1,5 %-ному розчині глютарового альдегіду в 0,2- молярному какодилатному буфері (рН-7,2) - 2 год. Зразки промивали у двох порціях буфера і дофіксовували в 1,5 %-ному розчині оксиду осмію (OsO4); після відмивання та дегідратації в зростаючих концентраціях етилового спирту контрастували ураніл-ацетатом і поміщали в епоксидну смолу - Epon-812. Ультратонкі зрізи контрастували уранілацетатом і цитратом свинцю. Зразки переглядали і фотографували в електронно-трансмісійному мікроскопі ПЕМ-100.

Вміст ТБК-реагуючих продуктів у нервовій тканині визначали в реакції з тіобарбітуратовою кислотою (Тимирбулатов Р.Р., Селезнев Е.И., 1981). Дієнові кон'югати виявляли за методикою І.Д. Стальної (1977). Активність каталази (К.Ф. 1.11.1.6) досліджували фотоелектроколориметричним методом за інтенсивністю забарвлення комплексу, який утворюється у процесі взаємодії пероксиду водню з молібдатом амонію (Королюк М.А. и др., 1988), активність СОД (К.Ф. 1.15.1.1) визначали за реакцією окиснення кверцитину (Костюк В.А. и др., 1990), активність глутатіонпероксидази (К.Ф. 1.11.1.9) та глутатіонредуктази (К.Ф. 1.6.4.2) - за методиками М.И. Прохорова (1982), В.М. і Монн (1986).

Статистичну обробку отриманих результатів досліджень проводили за методикою, описаною І.А. Ойвіним (1960), з використанням статистичного програмного пакету Statistic 5,0 для Windows XP. Вірогідність розходжень між показниками оцінювали за критерієм Стьюдента. Різницю між двома величинами вважали вірогідною при р<0,05; 0,01; 0,001. Цифрові величини виражали в одиницях СІ.

РЕЗУЛЬТАТИ ДОСЛІДЖЕНЬ ТА ЇХ АНАЛІЗ

Визначення ЛД50 Т-2 токсину для постановки дослідів на білих щурах і птиці

На підставі одержаних результатів встановлено, що для моделювання експериментального хронічного токсикозу в наших умовах ЛД50 отриманого Т-2 токсину для щурів складає - 6,75 мг/кг, курей - 5,6 мг/кг маси тіла.

Клінічні симптоми та морфогенез змін головного мозку щурів за тривалої дії Т-2 токсину і впливу розчину натрію гіпохлориту (ГХН-2)

У модельних дослідах на щурах встановлено, що під час введення Т-2 токсину в дозах 1/10 та 1/20 ЛД50 клінічні ознаки на ранніх стадіях токсикозу не мали чіткого характерного прояву, а починаючи з 8?10-ї доби у тварин відзначали затримку росту, пригнічення, зниження маси і температури тіла, проноси, зумовлені посиленою перистальтикою кишок. З подальшим розвитком токсикозу в щурів спостерігали тремор скелетних м'язів і порушення координації рухів. Упродовж дослідного періоду тварини, яким випоювали розчин ГХН-2, були активними, добре поїдали корм, поведінкові реакції, стан слизових оболонок та волосяного покриву не відрізнялися від щурів контрольної групи.

У тварин ІІ та ІV груп маса тіла на кінець досліду вірогідно знизилася, відповідно на 16,8 та 12,2 % (р<0,01), тоді як у щурів ІІІ і V груп, яким застосовували розчин ГХН-2, - на 8,7 та 7,8 % (р<0,05) порівняно з початковою. У тварин останніх двох груп маса тіла була вірогідно більшою (р<0,05), ніж у попередніх, відповідно, на 9,0 і 5,9 %.

Аналіз показників крові тварин ІІ та ІV груп, за введення їм Т-2 токсину упродовж 10 діб, показав, порівняно з тваринами контрольної групи, вірогідне зниження вмісту гемоглобіну, відповідно, на 13,9 (р<0,01) і 9,4 % (р<0,05), кількості лейкоцитів - на 24,4 (р<0,01) і 18,4 % (р<0,05), а в ІІ групі: лімфоцитів - на 3,4 % (р<0,05) та збільшення кількості еозинофілів - на 0,2 % (р<0,01 і р<0,05) і моноцитів - у 1,8 раза (р<0,01). Найбільш показовою була різниця показників крові на 20 і 30-у доби досліду. На 20-у добу у щурів ІІ та ІV груп встановили вірогідне зниження вмісту гемоглобіну, відповідно, на 30,8 і 28,3 % (р<0,001), кількості еритроцитів - на 23,7 (р<0,01) і 14,0 % (р<0,05), лейкоцитів - на 33,2 і 29,7 % (р<0,001), лімфоцитів - на 7,0 (р<0,01) і 8,2 % (р<0,001), моноцитів - на 0,5 % (р<0,001) та збільшення кількості нейтрофілів - на 7,2 і 7,5 % (р<0,01), еозинофілів - на 0,3 (р<0,01) і 1,2 % (р<0,001), а на 30-у добу - зниження (р<0,05) лейкоцитів на 31,7 і 25,1 %, вмісту гемоглобіну - на 27,5 (р<0,001) і 18,3 % (р<0,01) та збільшення кількості нейтрофілів, відповідно, на 5,1 і 5,6 % (р<0,001).

У щурів ІІІ і V груп, яким застосували розчин ГХН-2, на 10, 20 і 30-у доби досліду гематологічні показники наближалися до величин контрольних тварин. Виявлено лише на 10-у добу вірогідне збільшення кількості еозинофілів (р<0,001); 20-у добу - зменшення вмісту гемоглобіну, відповідно, на 15 і 12 % (р<0,01), лейкоцитів - на 28 і 20,6 % (р<0,001); на 30-у добу - зменшення вмісту гемоглобіну, відповідно, на 14,3 і 10,1 % (р<0,01), однак, порівняно з тваринами ІІ і ІV груп, він зростав на 18 і 10 %.

При дослідженні білкового складу сироватки крові тварин ІІ та ІV груп, на 10-у добу досліду встановлено вірогідне зниження вмісту загального білка, відповідно, на 8 і 9 % (р<0,01), 2-глобулінів - на 1,1 і 1,2 % (р<0,05) і г-глобулінів (р<0,01) у щурів ІІ групи на 2 %, а підвищення вмісту в-глобулінів у тварин ІІ групи на 3,0 % (р<0,01); на 20-у добу - зниження вмісту загального білка, відповідно, на 41 і 40 % (р<0,001), а також зменшення вмісту б1-глобулінів на 2,9 % (р<0,001) і збільшення альбумінів на 3,3 % (р<0,01) у тварин ІІ групи; на 30-у добу - зменшення вмісту загального білка на 36,8 і 20,0 % (р<0,001) та збільшення вмісту -глобулінів на 3,2 і 4,1 % (р<0,05) у тварин ІІ і ІV груп. У щурів ІІІ і V груп на 10-у добу досліду вміст загального білка наближався до величин контрольної групи, проте встановлено зниження вмісту в-глобулінів, відповідно, на 1,9 і 2,1 % (р<0,01 і р<0,05) та збільшення г-глобулінів - на 5,2 і 2,0 %. На 20-у добу виявлено зменшення загального білка, порівняно з контролем, на 9,5 і 8,0 % (р<0,05 і р<0,001), зниження -глобулінів - на 5,0 (р<0,001) і 4,0 % (р<0,05) та збільшення вмісту альбумінів (р<0,01 і р<0,05), а на 30-у добу - лише зменшення вмісту загального білка на 24,3 і 19,7 % (р<0,001). Однак показники загального білка на 20 і 30-у доби були вірогідно більшими (р<0,001) відносно щурів ІІ і ІV груп, а величини білкових фракцій - наближеними до контрольних показників.

Отже, тривале надходження Т-2 токсину до організму щурів спричиняло вірогідне зниження гематологічних показників, синтезу білка та деяких його фракцій, а це, відповідно, свідчило про порушення функцій окремих органів і систем. Випоювання щурам розчину ГХН-2 на тлі Т-2 токсикозу сприяло покращенню загального стану організму і вело до нормалізації показників крові.

Макроскопічно головний мозок у тварин ІІ і ІV груп гіперемійований, поверхня блискуча, борозни звужені. У тварин ІІІ і V груп оболонки і тканина головного мозку знаходилися в стані помірного кровонаповнення.

На сагітальних зрізах головного мозку щурів ІІ і ІV груп після 10-добового токсикозу гістологічно визначали структурні зміни гемокапілярів - розширення і різке переповнення капілярів та венул кров'ю з розвитком еритростазу. Периваскулярному набряку ультраструктурно відповідало сильне набубнявіння та просвітлення відростків астроцитів, що оточували зовнішню мембрану капілярів. Двоконтурна мембрана капілярів набубнявіла, подекуди - з розмитими краями або гомогенізована. Цитоплазма ендотеліальних клітин вогнищево просвітлена, внаслідок руйнування органел. Такий стан вказував на порушення трансендотеліального транспорту, зміну осмотичної рівноваги, посилене надходження рідини й Т-2 токсину в структури мозку, що свідчило про зниження захисних властивостей гематоенцефалічного бар'єру. Набряк тканини головного мозку та зміни нейронів і нейроглії у сенсомоторній зоні кори були більш виражені, ніж у ділянках таламуса й гіпоталамуса.

На тлі вазогенного набряку порушувалась ліквородинаміка і водно-сольовий обмін тканин головного мозку. На препаратах, забарвлених за Нісслем, олігодендроцити в сенсомоторній корі були набубнявілі зі зморщеними ядрами, клітини набували форми міхура, слабо проглядались. Оскільки основною властивістю олігодендроцитів є резорбція водно-сольових розчинів, то в такому стані вони не в змозі були виконувати у повному обсязі свої функції. На препаратах, забарвлених за методом Гольджі-Клатцо, проглядалась дезінтеграція і деструкція певної частини відростків астроцитів, особливо тих, що спрямовані до судин. Зміни гліальних клітин вели до прогресуючого порушення трофіки нервової клітини. У нейронах ІІІ і ІV пласту сенсомоторної кори хроматофільна речовина вогнищево розплавлена, цитоплазма заповнена різними за величиною, прозорими міхурцями, які частіше розміщувались периферично. В інших клітинах хроматоліз виражений у всій цитоплазмі і давав картину розпорошених зерен. Траплялись також клітини з розмитими контурами, де проходило розчинення оболонки і ядра,- це „клітини-тіні”. Менш вираженими були зміни у дрібних і великого діаметра клітинах моторної зони кори.

На 20-у добу токсикозу збільшувалась кількість “клітин-тіней”, з'являлись інтенсивно забарвлені та зменшені трикутної форми нейрони. Електронно-мікроскопічними дослідженнями кори головного мозку виявили нейрони в різному структурно-функціональному стані. Ядра одних клітин переважно зменшені та ущільнені. Ендоплазматична сітка втрачала свою гранулярність, їх розширені цистерни містили численні вакуолі, а сильно розтягнуті мембрани пластинчастого комплексу Гольджі формували великі порожнини. Часткова вакуолізація цистерн ендоплазматичної сітки супроводжувалася звивистістю відносно збережених цистерн і розширенням їх просвіту. Де-не-де залишалися три-чотири рядки, кількість рибосом на змінених мембранах значно зменшувалась. У перинуклеарній зоні формувались поодинокі осміофільні промітохондрії. Зростання енергетичних затрат викликало масове різке набубнявіння мітохондрій, порушення структури крист і внутрішніх мембран. Порушення цілісності зовнішньої мембрани мітохондрій вказували на прискорення процесів зношення та альтерацію.

Пошкодження структурної організації значної частини нейронів відобразились на змінах аксонів, дендритів і синапсах. Змінені постсинаптичні відростки виділялися з-поміж інших своїми великими розмірами, світлою, електронно прозорою дендроплазмою. Кількість дрібних гілочок дендритів зменшувалась. Порушувалася структура дрібних і крупних аксонних відростків. У пошкоджених аксонах спостерігали порушення структурної організації і навіть зникнення органел, а у крупних - деформацію мієлінової оболонки. Розшарування пластинок поєднувалось з вогнищевою гомогенізацією мієлінової оболонки і пошкодженням осьового циліндра, адже з розвитком вогнищевої демієлінізації знижується швидкість проведення моторного імпульсу (Скоромец А.А. и др., 2004).

Паралельно з цими змінами серед дистрофічно змінених нейронів виділялися клітини, в яких цитоплазма інтенсивно забарвлювалась тіоніном і піроніном, а в ядрах визначали по два ядерця. Ультраструктурно виявлено збільшення контактів цистерн гранулярної сітки з ядром, появу дрібних осміофільних мітохондрій біля ядерної мембрани та численних міхурців з додатковою оболонкою. Адже саме у незначно ушкоджених і функціонально малоактивних нервових клітинах, що знаходилися в стані спокою, активізувались репаративно-компен-саторні процеси (Манина А.А., 1976).

У вентромедіальному ядрі гіпоталамуса виявляли збільшені нейрони з пінистою цитоплазмою та зменшені, інтенсивно забарвлені. Одні з цих клітин були функціонально активними, інші зазнавали змін і відмирали. Останні - пікноформні, веретеноподібні, або лізовані з розмитими контурами без ядер. Відмирання нейронів зумовлювало розрідження ядерних формувань гіпоталамуса, особливо у щурів ІІ групи. Функціонуючі нейросекреторні клітини (НСК) вміщували велике кругле ядро з чітко вираженим ядерцем та мали інтенсивно забарвлену цитоплазму на периферії.

Гістологічно у мозочку переважали деформовані, зменшені в об'ємі, інтенсивно забарвлені клітини Пуркіньє. Ядра таких грушоподібних клітин не проглядались, а цитоплазма була гомогенізована. Світлі клітини Пуркіньє частіше перебували у стані центрального хроматолізу, а темні - атрофії. Поперемінно на зрізах виділялися ділянки з відсутніми грушоподібними клітинами, що вказувало на їх випадіння.

На 30-у добу Т-2 токсикозу, особливо у щурів ІІ групи, відзначали дистрофічно-деструктивні процеси в нейронах і в нейрогліальних компонентах сенсомоторної кори, гіпоталамуса і мозочка. Переважали атрофічні процеси, зморщення клітин, що супроводжувалось їх деформацією, а також відмиранням. Різко зморщені клітини були зменшені у розмірах, їх краї та відростки загострені або спіралеподібні. За методами морфометричного аналізу встановлено, що середня площа ядер нейронів кори у цей період становила 15,72,22 мкм2 (р0,001) проти 50,70,44, а площа самої клітини - 63,74,64 мкм2 (р0,001), що вірогідно нижче від показників контролю (173,24,95 мкм2).

Отже, встановлено, що за дії Т-2 токсину в головному мозку щурів відбувався процес незапального характеру - енцефалопатія. На ранніх етапах нейротоксикозу переважали набубнявіння клітин та гідропічна дистрофія. На 20-у добу, на тлі дистрофічних і деструктивних змін, у головному мозку посилювалися компенсаторно-адаптативні процеси, які характеризувалися збільшенням кількості гліальних елементів, активізацією інтрацелюлярних структур нейронів. Проте тривала дія токсину спричинила деструктивні процеси в субклітинній організації нейронів та їх синапсах, прискорила апоптоз певної частини нервових клітин, внаслідок чого порушувалась інтегрована діяльність синапсів. На 30-у добу Т-2 токсикозу превалювали атрофічні, деструктивні процеси в нейронах і значне випадіння клітин, зумовлене їх відмиранням, та дезорганізація провідних шляхів. Виявлені зміни нервових клітин і волокон відображали функціональні порушення головного мозку, які є основою розвитку вегетативних дисфункцій внутрішніх органів та неврологічних симптомів.

У всіх ділянках головного мозку щурів ІІІ і V груп на 10-у добу досліду гістологічно відзначали активні репаративні процеси структурних елементів. При електронно-мікроскопічному дослідженні у просвіті капілярів виявляли великі, насичені гемоглобіном еритроцити. Цитоплазма ендотеліальних клітин заповнена рибосомами, полісомами, численними різновеликими мітохондріями. Ядро збагачене хроматином. Відновлення стінок капілярів сприяло покращенню кровообігу і стимулювало метаболічні процеси в клітинах нервової тканини. У нейропіля, поміж численних компактно упакованих відростків клітин та навколо капілярів виявляли астроцити. Їх ніжки тісно контактували із зовнішньою базальною мембраною капіляра. Відновлення ультраструктури та зростання їх кількості вказувало на покращення обміну речовин у нервовій тканині, оскільки гліальні клітини забезпечують нейрони життєво необхідними продуктами їх обміну.

Ультраструктурна перебудова нейронів свідчила про підвищення функціональної активності уражених клітин. Ендоплазматичний ретикулум у перинуклеарній зоні розміщувався компактно, утворюючи паралельні ряди з великою кількістю фіксованих на них рибосомних елементів. Апарат Гольджі - багатий міхурцями, мітохондрії - різної форми й величини. У ядрах нейронів зростав уміст хроматину. Кількість ядерних пор збільшувалася частіше, ніж у нормі, спостерігали контакт цистерн гранулярної сітки з ядерною мембраною. Вважається, що саме через ці утворення відбувається перехід речовин із ядра в цитоплазму і навпаки. Тому активні репаративні процеси хроматофільної субстанції нейронів з мікровакуолярним переродженням зосереджувалися переважно в перинуклеарній зоні (Боголепов Н.Н., 1979).

Відбувалося відновлення дендритних відростків, що тісно пов'язано із регенерацією нейроглії. У розгалужених і витончених гілочках дендритів виявляли мікротрубочки та великі мітохондрії. Пресинаптичні термінали були звичайної величини, а деякі - великі з дифузно розміщеними синаптичними міхурцями. У переважної більшості пресинаптичних терміналів виділялися великі мітохондрії і дифузно розміщені круглі міхурці, а в інших - міхурці концентрувалися ближче до синаптичної мембрани. Утворення нових міхурців, перерозподіл та міграція їх із претерміналів у термінали, а також відновлення ультраструктури мітохондрій у пре- і постсинаптичних відростках вказувало на посилення функцій розміщених на них синапсів (Боголепов Н.Н., 1979).

Світлооптично у вентромедіальному ядрі гіпоталамуса переважали нейросекреторні клітини, що містили великі гіперхромні ядра та мали інтенсивно забарвлену цитоплазму. Поміж них виділялися клітини з двома ядерцями. Ультраструктурно щільність і осміофільність ядерного та ядерцевого матеріалів підвищувалась. Більшу конденсацію гранулярного матеріалу спостерігали в передоболонковій зоні. Зовнішня ядерна оболонка формувала сублемальні простори, які глибоко проникали в цитоплазму, що сприяло посиленню інформаційних зв'язків між ядром і цитоплазмою.

На 20-у добу досліду під час електронно-мікроскопічного дослідження навколосудинний просвіт кори головного мозку був збагачений дрібними відростками клітинних елементів. Ніжки астроцитів тісно контактували із зовнішньою базальною мембраною капіляра. Мітохондрії і синаптичні везикули заповнювали аксональні термінали. Загальною ознакою для нейронів було збільшення розмірів ядер, нагромадження цитоплазматичних органел та пероксисом. За таких умов відбувалась перебудова енергетичного апарату. Мітохондрії визначали у стані помірного набубнявіння, деякі з них, добре структуровані, розміщувались безпосередньо під ядерною оболонкою, що вказувало на підвищену активність цієї органели, а отже і ферментів.

Під час морфометричного дослідження нейронів кори головного мозку щурів ІІІ групи на 20-у добу досліду встановлено збільшення середньої площі клітин та ядер порівняно з показниками контрольних і хворих тварин. Зокрема, середня площа ядра нейронів становила 73,41,08 (р0,001) проти 50,70,44 мкм2 контрольної групи, а клітин - 221,73,93 (Р0,001) проти 173,24,95 мкм2, що означало виражену каріотропну дію розчину ГХН-2 і підвищення функціональної активності нейронів.

За гістологічного дослідження кори головного мозку щурів ІІІ і V груп на 30-у добу експерименту виявлено збільшення кількості гіперхромних нейронів у всіх ділянках. Найбільш яскраво такі зміни були виражені у щурів ІІІ групи, які отримували Т-2 токсин у дозі 1/10 ЛД50. Ядра клітин мали переважно неправильну форму. Зменшені ядра одних нейроцитів містили чітко виражене ядерце і їх каріолема зберігала свої контури, а в інших клітинах ядерний матеріал зливався з цитоплазматичним вмістом. Серед клітин можна було спостерігати нейрони веретеноподібної або химерної форми. Зменшення площі клітин та їх ядер підтвердили морфометричні дослідження, де на 30-у добу досліду встановлено, що середня площа цитоплазми нейронів кори щурів ІІІ групи складала 158,6±3,05 (Р<0,01) проти 173,2±4,95 мкм2, а ядер - 40,2±0,99 (р<0,01) проти 50,7±0,44 мкм2 контрольної групи. Виявлені зміни вказували на порушення структури, що зумовило пригнічення і, можливо, виродливий метаболізм та зниження процесів збудження у більшості нейроцитів щурів ІІІ групи.

У процесі гістологічного дослідження гіпоталамічної ділянки, мозочка і довгастого мозку щурів ІІІ групи встановлено також зменшення нейроцитів та їх ядер. У ядерних утвореннях гіпоталамічної ділянки найчастіше траплялися гіперхромні нейроцити. У щурів V групи гістологічна картина у вентромедіальному ядрі гіпоталамуса була дещо іншою: у нейронах ядра великі з чітким ядерцем, а цитоплазма заповнена агрегатами речовини Ніссля. Одночасно спостерігали зони спустошення, зумовлені відмиранням нейронів. Аналогічні структурні зміни у нейроцитах спостерігали у корі мозочка щурів ІІІ і V груп. Клітини Пуркіньє, особливо щурів ІІІ групи, були зменшені в об'ємі, інтенсивно забарвлені, серед них виділялися ділянки випадіння клітин.

Результати проведених досліджень хронічного Т-2 токсикозу у щурів за впливу розчину ГХН-2 в концентрації 30 мг/л показали, що залежно від тривалості застосування, він може за токсичної енцефалопатії зумовлювати як лікувально-стимулювальну, так і пригнічувальну дії на клітини ЦНС. Очевидним є той факт, що вибрана концентрація розчину ГХН-2 на 10 і 20-у доби експерименту мала адекватну терапевтичну дію, виражену репаративними процесами стінок судин, глії та нейронів і зменшенням вмісту тканинної рідини у головному мозку. Структурно-функціональна активність нейронів і нейрогліальних елементів досліджуваних ділянок головного мозку щурів ІІІ групи, що спостерігалась після 15-денного застосування розчину ГХ, на 30-у добу досліду перейшла у свою протилежність - загальмувалась.

Отже, застосування розчину ГХН ефективне при Т-2 індукованій енцефалопатії у перші 10-15 діб токсикозу.

Клініко-анатомічна характеристика стану організму і морфогенез змін у різних ділянках головного мозку поросят за хронічного Т-2 токсикозу та впливу розчинів натрію гіпохлориту (ГХН-1 і ГХН-2)

У тварин дослідних груп перші симптоми токсикозу (блювання, часті випорожнення рідкими каловими масами) з'явилися переважно на 4-5-у доби після згодовування контамінованого Т-2 токсином корму. На 8-10-у доби у них порушувався серцевий ритм, розвивались тахікардія, задишка, анемія, зменшувався діурез, характерним був тремор м'язів щік, лопатки і стегна. На 20-у добу у тварин ІІ групи виявляли схуднення, відставання у рості, відсутність апетиту, періодичну гіперсалівацію, сонливість, посилений ріст щетини (майже у 2 рази), особливо в ділянці хребта, і зміну відтінку шкіри до сіруватого. У тварин спостерігали порушення координації рухів, а також парез тазових кінцівок та утворення на шкірі в ділянках вух, навколо рильця і заплесневих суглобів струпоподібних темно-коричневих уражень.