Основні транскрипційні фактори, які беруть участь у функціонуванні стовбурових клітин. Особливості їх активації та експресії в р-клітинах підшлункової залози (частина 2)

Активація рецептора епідермального фактора росту Epidermal growth factor receptor, EGFR) посилює транслокацію STAT3 в ядро і зв'язування з промотором SOX2, що призводить до збільшення експресії SOX2 і сприяє виживанню клітин та їх самовідновленню [62]. У нейронних стовбурових клітинах дві ізоформи регулятора клітинного циклу транскрипційного фактора E2F3, E2F3a та E2F3b позитивно чи негативно контролюють транскрипцію SOX2 [63].

Експресія SOX2 також негативно регулюється на рівні транскрипції. Наприклад, метилювання промотора SOX2 ДНК-метилтрансферазою DNMT інгібує транскрипцію SOX2, і це гіперметилювання, напевно, є критичною епігенетичною подією, що призводить до мовчання гена SOX2. Крім того, DNMT бере участь у динамічному ДНК-метилюванні SOX2 в регіоні суперенхансерів, що важливо для транскрипційної та клітинної гетерогенності ESC [64]. Експресія псевдокінази Tribble 3 сприяє стовбуровості та прогресуванню раку шляхом активації осі AKT1/FoxO1/SOX2 [65]. Інгібітор циклін-залежних кіназ р21 здатний контролювати експансію соматичних нервових SC шляхом прямого зв'язування з енхансером SOX2 і негативної регуляції транскрипції SOX2 [66]. Нещодавно було виявлено, що фактор транскрипції, що містить гомеобокс-2 м'язового сегмента (muscle segment homeobox-2, MSX2) дестабілізує схему плюрипотентності, діючи як репресор транскрипції, який прямо зв'язується з промотором SOX2 та інгібує транскрипцію SOX2, що є важливим для диференціації мезентодерми [67]. Показано також, що SCF FBXW2 є новою E3лігазою, мішенню якої є MSX2, що веде до його убіквітинування та деградації, активуючи таким чином транскрипцію SOX2 шляхом усунення репресії з боку MSX2 та індукуючи властивості стовбурових клітин.

Зростає список мікроРНК (miR), які регулюють експресію SOX2 на посттранскрипційному рівні. Ендогенна miR-145 пригнічує експресію SOX2, безпосередньо зв'язуючись із некодуючою ділянкою 3'-UTR мРНК SOX2, що погіршує здатність ESC до самовідновлення. Аналогічно, miR-200c інгібує експресію SOX2, безпосередньо контактуючи з консервативним сайтом зв'язування мРНК SOX2 на 3'-UTRкінці, що призводить до порушення регуляції клітинного циклу та диференціації нейронів.

Було показано, що MiR-625 інгібує трансляцію SOX2, зв'язуючись із 3'-UTR-сайтом, суттєво пригнічуючи ріст і міграцію клітин. Крім того, miR-9, miR-30a, miR-140, miR-145 і miR-126 діють як супресори пухлини та негативно регулюють експресію SOX2 [60, 68].

На додаток до перехресних взаємодій SOX2 з мікроРНК, існує також перехресна регуляція між SOX2 та довгими некодуючими РНК (lncRNA), класом РНК, що не кодують білки, із послідовністю більш ніж 200 нуклеотидів. Структурно, SOX2 безпосередньо взаємодіє з lncRNAs із високою афінністю через свій HMG ДНК-зв'язуючий домен [69]. Цікаво, що функціональний ген SOX2 вбудований у третій інтрон довгого мульти-екзонного некодуючого РНК гена, який відомий як транскрипт, що перекриває SOX2 (SOX2OT). SOX2 та SOX2OT коекспресуються в ESC і обидва транскрибуються в однаковій орієнтації. Tcl1 нейрон-асоційована lncRNA (TUNA), важлива для плюрипотенції, активує експресіїю SOX2 шляхом рекрутування трьох РНК-зв'язуючих білків, PTBP1, hnRNP-K та NCL до промотора SOX2, що є критичним для диференціації нейронних ESC та стовбуровості клітин [70].

Посттрансляційна модифікація SOX2 шляхом фосфорилювання, SUMOїлювання, метилювання, ацетилювання, полі(АДФ)-рибозилювання (PARPіляція), О-глікозилювання та убіквітинування це ще один тип регуляторних механізмів, який, головним чином, впливає на активність SOX2. Фосфорилювання найпоширеніший тип посттрансляційної модифікації SOX2. Відомо, що кілька залишків серину та треоніну SOX2 фосфорилюються в культивованих клітинах. Зокрема, CDK1, напевно, фосфорилює SOX2 по S249-S250-S251, що потрібно для ядерної локалізації SOX2 та його транскрипційної активності та сприяння виживанню клітин [71]. CDK2 безпосередньо фосфорилює SOX2 по S39 та S253, що підсилює опосередковану SOX2 плюрипотентність під час депрограмування. АКТ фосфорилює SOX2 по T116, що захищає SOX2 від деградації, опосередкованої убіквітином [72]. Фосфорилювання SOX2 по залишку T118 протеїнкіназою С (РКС-р) пов'язано з його транскрипційною активністю. Про це свідчить спостереження, що транскрипційна активність виявляється або в клітинах дикого типу, або у фосфо-мімічних (phospho-mimic) мутантах VER-E, SOX2 (SOX2-T118D), але не у фосфо-мертвих (phospho-dead) мутантах SOX2 (T118A). Можливо фосфорилювання SOX2 по сериновому триплету S249-S250-S251 пригнічує активність SOX2 шляхом регулювання SUMOL регулювання іншого типу посттрансляційної модифікації [60].

Відомо, що SOX2 людини та миші SUMOїлюються відповідно по K245 або K247, що призводить до зниження активності SOX2 і викликає диференціацію ESC. Зокрема, SUMOїлювання SOX2 по K245 може бути скасовано в триплетному мутанті SOX2 (S249AS250A-S251A). Можна припустити, що фосфорилювання триплета служить початковим етапом для наступного SUMOїлювання SOX2. Пізніше було підтверджено, що фосфорилювання сайту S251 SOX2 ERK1/2 може сприяти SUMOїлюванню SOX2 [60].

SOX2 також контролюється ацетилюванням. Так, ацетилтрансфераза p300/CBP, яка ацетилює SOX2 на залишку K75, може змінити його ядерну локалізацію. Ацетилювання SOX2 не тільки важливо для функцій ESC, але й сприяє перепрограмуванню соматичних клітин до iPSC, коли підтримується на низькому рівні деацетилазою Sirtuin 1 [73].

Крім того, SOX2 піддається модифікації полі(АДФ-рибоза)-полімеразою-1 (poly(ADPrybose)-polymerase 1, PARP1). PARPiлювання SOX2 є важливим для дисоціації надмірного SOX2 від енхансера FGF4, що є важливим для регулювання диференціації ESC [74].

Було також показано, що SOX2 глікозилюється O-GlcNAc трансферазою (O-GlcNAc transferase, OGT) по залишках Ser246/248. О-глікозилювання SOX2 інгібує взаємодію SOX2-PARP1 і зменшує ефективність перепрограмування в мишачих ESC та iPSC. Крім того, О-глікозилювання SOX2 за допомогою OGT стабілізує SOX2, сприяючи, таким чином, самовідновленню ракових клітин ПШЗ [75].

Нарешті, посттрансляційна модифікація, яка контролює точний рівень білка SOX2, відбувається через у бік вітинування та подальшу деградацію в протеасомах або шляхом автофагії [76].

Список використаної літератури

1. Conacci-Sorrell M, McFerrin L, Eisenman RN. An overview of MYC and its interactome. Cold Spring Harb Perspect Med. 2014 Jan 1;4(1): a014357.

2. Dang CV. MYC on the path to cancer. Cell. 2012 Mar 30;149(1):2235.

3. Dang CV. MYC, metabolism, cell growth, and tumorigenesis. Cold Spring Harb Perspect Med. 2013 Aug 1;3(8):a014217

4. Balzano F, Garroni G, Cruciani S, Bellu E, Dei Giudici S, Oggiano A, et al. Behavioral Changes in Stem-Cell Potency by HepG2-Exhausted Medium. Cells. 2020 Aug 12;9(8):1890.

5. Korc M. Beyond Kras: MYC Rules in Pancreatic Cancer. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 2018 May 26;6(2):223-224.

6. Puri S, Roy N, Russ HA, Leonhardt L, French EK, Roy R, et al. Replication confers p cell immaturity Nat Commun. 2018 Feb 2;9(1):485.

7. Rosselot C, Baumel-Alterzon S, Li Y, Brill G, Lambertini L, Katz LS, et al. The many lives of Myc in the pancreatic p-cell. J Biol Chem. 2021 Jan-Jun; 296:100122.

8. Rosselot C, Kumar A, Lakshmipathi J, Zhang P, Lu G, Katz LS, et al. Myc Is Required for Adaptive p-Cell Replication in Young Mice but Is Not Sufficient in One-Year-Old Mice Fed With a High-Fat Diet. Diabetes. 2019 Oct;68(10):1934-1949.

9. Wolf E, Eilers M. Targeting MYC proteins for tumor therapy. Annu Rev Cancer Biol. 2020 Mar; 4:61-75.

10. Melnik S, Werth N, Boeuf S, Hahn EM, Gotterbarm T, Anton M, et al. Impact of c-MYC expression on proliferation, differentiation, and risk of neoplastic transformation of human mesenchymal stromal cells. Stem Cell Res Ther. 2019 Mar 5;10(1):73

11. Garcia-Guticrrez L, Delgado MD, Leon J. MYC Oncogene Contributions to Release of Cell Cycle Brakes. Genes (Basel). 2019 Mar 22;10(3):244.

12. Fagnocchi L, Cherubini A, Hatsuda H, Fasciani A, Mazzoleni S, Poli V, et al. A Myc-driven self-reinforcing regulatory network maintains mouse embryonic stem cell identity. Nat Commun. 2016 Jun 15; 7:11903.

13. Klauber-DeMore N, Schulte BA, Wang GY. Targeting MYC for triple-negative breast cancer treatment. Oncoscience. 2018 Jun 23;5(5-6):120-121.

14. Ohanian M, Rozovski U, Kanagal-Shamanna R, Abruzzo LV, Loghavi S, Kadia T, et al. MYC protein expression is an important prognostic factor in acute myeloid leukemia. Leuk Lymphoma. 2019 Jan;60(1):37-48.

15. McMahon SB. MYC and the control of apoptosis. Cold Spring Harb Perspect Med. 2014 Jul 1;4(7):a014407.

16. Goetzman ES, Prochownik EV. The Role for Myc in Coordinating Glycolysis, Oxidative Phosphorylation, Glutaminolysis, and Fatty Acid Metabolism in Normal and Neoplastic Tissues. Front Endocrinol (Lausanne). 2018 Apr 12;9:129.

17. Marengo B, Garbarino O, Speciale A, Monteleone L, Traverso N, Domenicotti C. MYC Expression and Metabolic Redox Changes in Cancer Cells: A Synergy Able to Induce Chemoresistance. Oxid Med Cell Longev. 2019 Jun 25; 2019: 7346492.

18. Zhang P, Kumar A, Katz LS, Li L, Paulynice M, Herman MA, et al. Induction of the ChREBPp Isoform Is Essential for Glucose Stimulated p-Cell Proliferation. Diabetes. 2015 Dec;64(12):415870.

19. Zhang P, Metukuri MR, Bindom SM, Prochownik EV, O'Doherty RM, Scott DK. c-Myc is required for the CHREBP-dependent activation of glucose-responsive genes. Mol Endocrinol. 2010 Jun;24(6):1274-86.

20. Kalkat M, Resetca D, Lourenco C, Chan PK, Wei Y, Shiah YJ, et al. MYC Protein Interactome Profiling Reveals Functionally Distinct Regions that Cooperate to Drive Tumorigenesis. Mol Cell. 2018 Dec 6;72(5):836-848.e7.

21. Leppek K, Das R, Barna M. Functional 5' UTR mRNA structures in eukaryotic translation regulation and how to find them. Nat Rev Mol Cell Biol. 2018 Mar; 19(3):158-174.

22. Carabet LA, Rennie PS, Cherkasov A. Therapeutic Inhibition of Myc in Cancer. Structural Bases and Computer-Aided Drug Discovery Approaches. Int J Mol Sci. 2018 Dec 29; 20(1):120.

23. Tseng YY, BagchiA. The PVT1-MYC duet in cancer. Mol Cell Oncol. 2015 Feb 11;2(2): e974467.

24. Cho SW, Xu J, Sun R, Mumbach MR, Carter AC, Chen YG, et al. Promoter of lncRNA Gene PVT1 Is a Tumor-Suppressor DNA Boundary Element. Cell. 2018 May 31;173(6):1398-1412.e22.

25. Zarrabi AJ, Kao D, Nguyen DT, Loscalzo J, Handy DE. Hypoxiainduced suppression of c-Myc by HIF-2a in human pulmonary endothelial cells attenuates TFAM expression. Cell Signal. 2017 Oct; 38:230-237.

26. Lam EW, Brosens JJ, Gomes AR, Koo CY. Forkhead box proteins: tuning forks for transcriptional harmony. Nat Rev Cancer. 2013 Jul;13(7):482-95.

27. LiJ, Dantas Machado AC, Guo M, SagendorfJM, Zhou Z, Jiang L, et al. Structure of the Forkhead Domain of FOXA2 Bound to a Complete DNA Consensus Site. Biochemistry. 2017 Jul 25; 56(29): 37453753.

28. Vorvis C, Hatziapostolou M, Mahurkar-Joshi S, Koutsioumpa M, Williams J, Donahue TR, et al. Transcriptomic and CRISPR/ Cas9 technologies reveal FOXA2 as a tumor suppressor gene in pancreatic cancer. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2016 Jun 1; 310(11): G1124-37.

29. Chen X, Ji Z, Webber A, Sharrocks AD. Genome-wide binding studies reveal DNA binding specificity mechanisms and functional interplay amongst Forkhead transcription factors. Nucleic Acids Res. 2016 Feb 29; 44(4): 1566-78.

30. Schone S, Jurk M, Helabad MB, Dror I, Lebars I, Kieffer B, et al. Sequences flanking the core-binding site modulate glucocorticoid receptor structure and activity. Nat Commun. 2016 Sep 1; 7: 12621.

31. Yang L, Orenstein Y, Jolma A, Yin Y, Taipale J, Shamir R, et al. Transcription factor family-specific DNA shape readout revealed by quantitative specificity models. Mol Syst Biol. 2017 Feb 6;13(2):910.

32. Levitsky VG, Kulakovskiy IV, Ershov NI, Oshchepkov DY, Makeev VJ, Hodgman TC, et al. Application of experimentally verified transcription factor binding sites models for computational analysis of ChIP-Seq data. BMC Genomics. 2014 Jan 29;15(1):80.

33. Veerapandian V, Ackermann JO, Srivastava Y, Malik V, Weng M, Yang X, Jauch R. Directed Evolution of Reprogramming Factors by Cell Selection and Sequencing. Stem Cell Reports. 2018 Aug 14;11(2):593-606.

34. Tan DS, Holzner M, Weng M, Srivastava Y, Jauch R. SOX17 in cellular reprogramming and cancer. Semin Cancer Biol. 2020 Dec;67(Pt 1):65-73.

35. Niakan KK, JiH, Maehr R, Vokes SA, Rodolfa KT, Sherwood RI, et al. Sox17 promotes differentiation in mouse embryonic stem cells by directly regulating extraembryonic gene expression and indirectly antagonizing self-renewal. Genes Dev. 2010 Feb 1;24(3):312-26.

36. Sybirna A, Wong FCK, Surani MA. Genetic basis for primordial germ cells specification in mouse and human: Conserved and divergent roles of PRDM and SOX transcription factors. Curr Top Dev Biol. 2019; 135:35-89.

37. Klaus M, Prokoph N, Girbig M, Wang X, Huang YH, Srivastava Y, et al. Structure and decoy-mediated inhibition of the SOX18/Prox1DNA interaction. Nucleic Acids Res. 2016 May 5; 44(8):3922-35.

38. Hou L, Srivastava Y, Jauch R. Molecular basis for the genome engagement by Sox proteins. Semin Cell Dev Biol. 2017 Mar; 63:212.

39. Haseeb A, Lefebvre V. The SOXE transcription factors-SOX8, SOX9 and SOX10-share a bi-partite transactivation mechanism. Nucleic Acids Res. 2019 Jul 26;47(13):6917-6931.

40. Alonso-Martin S, Auradc F, Mademtzoglou D, Rochat A, Zammit PS, Relaix F. SOXF factors regulate murine satellite cell self-renewal and function through inhibition of p-catenin activity. Elife. 2018 Jun 8; 7: e26039.

41. Aigha II, Abdelalim EM. NKX6.1 transcription factor: a crucial regulator of pancreatic p cell development, identity, and proliferation. Stem Cell Res Ther. 2020;11(1):459.

42. Memon B, Abdelalim EM. Stem Cell Therapy for Diabetes: Beta Cells versus Pancreatic Progenitors. Cells. 2020 Jan 23; 9(2):283.

43. Al-Khawaga S, Memon B, Butler AE, Taheri S, Abou-Samra AB, Abdelalim EM. Pathways governing development of stem cellderived pancreatic p cells: lessons from embryogenesis. Biol Rev Camb Philos Soc. 2018 Feb;93(1):364-389.

44. Tessem JS, Moss LG, Chao LC, Arlotto M, Lu D, Jensen MV, et al. Nkx6.1 regulates islet p-cell proliferation via Nr4a1 and Nr4a3 nuclear receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 2014 Apr 8;111(14):5242-7.

45. Ray JD, Kener KB, Bitner BF, Wright BJ, Ballard MS, Barrett EJ, et al. Nkx6.1-mediated insulin secretion and p-cell proliferation is dependent on upregulation of c-Fos. FEBS Lett. 2016 Jun;590(12):1791-803.

46. Taylor BL, Liu FF, Sander M. Nkx6.1 is essential for maintaining the functional state of pancreatic beta cells. Cell Rep. 2013 Sep 26;4(6):1262-75.

47. Donelan W, Koya V, Li SW, Yang LJ. Distinct regulation of hepatic nuclear factor 1alpha by NKX6.1 in pancreatic beta cells.

J Biol Chem. 2010 Apr 16;28.5(16):12181-9.

48. Wang X, Sterr M, Burtscher I, Chen S, Hieronimus A, Machicao F, et al. Genome-wide analysis of PDX1 target genes in human pancreatic progenitors. Mol "Metab. 2018 Mar; 9:57-68.

49. Petersen MBK, Azad A, Ingvorsen C, Hess K, Hansson M, GrapinBotton A, et al. Single-Cell Gene Expression Analysis of a Human ESC Model of Pancreatic Endocrine Development Reveals Different Paths to p-Cell Differentiation. Stem Cell Reports. 2017 Oct 10;9(4):1246-1261.

50. Xu S, Xu JP Present status and expectation of aristaless related homeobox (ARX) in endocrine pancreas. Int J Dev Biol. 2019; 63(11-12):579-587.

51. Schaffer AE, Taylor BL, Benthuysen JR, Liu J, Thorel F, Yuan W, et al. Nkx6.1 controls a gene regulatory network required for establishing and maintaining pancreatic Beta cell identity. PLoS Genet. 2013;9(1):e1003274.

52. Zhang T, Wang H, Wang T, Wei C, Jiang H, Jiang S, et al. Pax4 synergistically acts with Pdx1, Ngn3 and MafA to induce HuMSCs to differentiate into functional pancreatic p-cells. Exp Ther Med.

53. Djiotsa J, Verbruggen V, Giacomotto J, Ishibashi M, Manning E, Rinkwitz S, et al. Pax4 is not essential for beta-cell differentiation in zebrafish embryos but modulates alpha-cell generation by repressing arx gene expression. BMC Dev Biol. 2012 Dec 17; 12:37.

54. Zhuang S, Zhang Q, Zhuang T, Evans SM, Liang X, Sun Y. Expression of Isl1 during mouse development. Gene Expr Patterns.

55. Makarev E, Gorivodsky M. Islet1 and its co-factor Ldb1 are expressed in quiescent cells of mouse intestinal epithelium.

56. Yu F, Wei R, Yang J, Liu J, Yang K, Wang H, et al. FoxO1 inhibition promotes differentiation of human embryonic stem cells into insulin producing cells. Exp Cell Res. 2018 Jan 1; 362(1):227-234.

57. Khatri R, Mazurek S, Petry SF, Linn T. Mesenchymal stem cells promote pancreatic p-cell regeneration through downregulation of FoxO1 pathway. Stem Cell Res Ther. 2020 Nov 25; 11(1): 497.

58. Talchai SC, Accili D. Legacy Effect of Foxo1 in Pancreatic Endocrine Progenitors on Adult p-Cell Mass and Function. Diabetes. 2015 Aug; 64(8): 2868-79.

59. Jiang Z, Tian J, Zhang W, Yan H, Liu L, Huang Z, Lou J, Ma X. Forkhead Protein FoxOl Acts as a Repressor to Inhibit Cell Differentiation in Human Fetal Pancreatic Progenitor Cells. J Diabetes Res. 2017; 2017: 6726901.

60. Zhang S, Xiong X, Sun Y. Functional characterization of SOX2 as an anticancer target. Signal Transduct Target Ther. 2020 Jul 29; 5(1):135

61. Zhou HY, Katsman Y, Dhaliwal NK, Davidson S, Macpherson NN, Sakthidevi M, et al. A Sox2 distal enhancer cluster regulates embryonic stem cell differentiation potential. Genes Dev. 2014 Dec 15;28(24):2699-711.

62. Pietrobono S, Morandi A, Gagliardi S, Gerlini G, Borgognoni L, Chiarugi P, et al. Down-Regulation of SOX2 Underlies the Inhibitory Effects of the Triphenylmethane Gentian Violet on Melanoma Cell Self-Renewal and Survival. J Invest Dermatol. 2016 Oct;136(10):2059-2069.

63. Julian LM, Vandenbosch R, Pakenham CA, Andrusiak MG, Nguyen AP, McClellan KA, et al. Opposing regulation of Sox2 by cell-cycle effectors E2f3a and E2f3b in neural stem cells. Cell Stem Cell. 2013 Apr 4;12(4):440-52.

64. Song Y, van den Berg PR, Markoulaki S, Soldner F, Dall'Agnese A, Henninger JE, et al. Dynamic Enhancer DNA Methylation as Basis for Transcriptional and Cellular Heterogeneity of ESCs. Mol Cell. 2019 Sep 5; 75(5): 905-920.e6.

65. Yu JM, Sun W, Wang ZH, Liang X, Hua F, Li K, et al. TRIB3 supports breast cancer sternness by suppressing FOXO1 degradation and enhancing SOX2 transcription. Nat Commun. 2019 Dec 16; 10(1): 5720.

66. Marqucs-Torrejon MA, Porlan E, Banito A, Gomez-Ibarlucea E, Lopez-Contreras AJ, Fernandez-Capetillo O, et al. Cyclindependent kinase inhibitor p21 controls adult neural stem cell expansion by regulating Sox2 gene expression. Cell Stem Cell. 2013 Jan 3; 12(1):88-100.

67. Wu Q, Zhang L, Su P, Lei X, Liu X, Wang H, et al. MSX2 mediates entry of human pluripotent stem cells into mesendoderm by simultaneously suppressing SOX2 and activating NODAL signaling. Cell Res. 2015 Dec; 25(12): 1314-32.

68. Luo W, Yan D, Song Z, Zhu X, Liu X, Li X, et al. miR-126-3p sensitizes glioblastoma cells to temozolomide by inactivating Wnt/p-catenin signaling via targeting SOX2. Life Sci. 2019 Jun 1; 226:98-106.

69. Holmes ZE, Hamilton DJ, Hwang T, Parsonnet NV, Rinn JL, Wuttke DS, et al. The Sox2 transcription factor binds RNA. Nat Commun. 2020 Apr 14; 11(1): 1805.

70. Lin N, Chang KY, Li Z, Gates K, Rana ZA, Dang J, et al. An evolutionarily conserved long noncoding RNA TUNA controls pluripotency and neural lineage commitment. Mol Cell. 2014 Mar 20; 53(6): 1005-19.

71. Ravindran Menon D, Luo Y, Arcaroli JJ, Liu S, Krishnan Kutty LN, Osborne DG, et al. CDK1 Interacts with Sox2 and Promotes Tumor Initiation in Human Melanoma. Cancer Res. 2018 Dec 1; 78(23): 6561-6574.

72. Wang Z, Kang L, Zhang H, Huang Y, Fang L, Li M, et al. AKT drives SOX2 overexpression and cancer cell sternness in esophageal cancer by protecting SOX2 from UBR5-mediated degradation. Oncogene. 2019 Jun;38(26):5250-5264

73. Mu WL, Wang YJ, Xu P, Hao DL, Liu XZ, Wang TT, et al. Sox2 Deacetylation by Sirt 1 Is Involved in Mouse Somatic Reprogramming. Stem Cells. 2015 Jul; 33(7): 2135-47.

74. Gao F, Kwon SW, Zhao Y, Jin Y. PARP1 poly (ADP-ribosyl) ates Sox2 to control Sox2 protein levels and FGF4 expression during embryonic stem cell differentiation. J Biol Chem. 2009 Aug 14; 284(33): 22263-22273

75. Sharma NS, Gupta VK, Dauer P, Kesh K, Hadad R, Giri B, et al. O-GlcNAc modification of Sox2 regulates self-renewal in pancreatic cancer by promoting its stability. Theranostics. 2019 May 24; 9(12): 3410-3424.

76. Cho YH, Han KM, Kim D, Lee J, Lee SH, Choi KW, et al. Autophagy regulates homeostasis of pluripotency-associated proteins in hESCs. Stem Cells. 2014 Feb; 32(2): 424-35

Список скорочень

Е-бокс - енхансер-бокс (enhancer box)

ПШЗ - підшлункова залоза ЦД цукровий діабет

ARX - aristaless-related homeobox (aristaless-пов'язаний гомеобокс)

BID - binding interference domain (домен, що перешкоджає зв'язуванню)

ChREBP - carbohydrate response element binding protein (зв'язуючий білок елементів відповіді вуглеводів)

ESC - embryonic stem cells (ембріональні стовбурові клітини)

FOX - Forehead box (Forkhead бокс)

HMG-box - high mobility group box (високомобільної групи) HNF hepatocyte nuclear factor (ядерний фактор гепатоцитів)

IPC - insulin-producing cells (клітини, що виробляють інсулін)

iPSC - induced pluripotent stem cells (індуковані плюрипотентні стовбурові клітини)

ISL1 - insulin gene enhancer protein 1 (білок-енхансер гену інсуліну 1)

MPC - multipotent progenitor cells (мультипотентні клітини-попередники)

NEUROG3 - neurogenin 3 (нейрогенін 3)

NKX6.1 NK6 - homeobox 1 (NK6 гомеобокс 1)

Nr4a1 - ядерний рецептор 4A1 (nuclear receptor 4A1)

OCT - octamer-binding transcription factor (октамер-зв'язуючий транскрипційний фактор)

PAX - paired box gene (білок парного боксу)

PDX1 pancreatic and duodenal homeobox 1 (гомеобокс підшлункової залози та дванадцятипалої кишки 1)

PSC - pluripotent stem cells (плюрипотентні стовбурові клітини)

SC - stem cells (стовбурові клітини)

SOX - sex-determining region Y-box (Y-бокс області, що визначає стать)

SRR - SOX regulatory regions (регуляторні області SOX) TCF T cell factor (Т-клітинний фактор)

WNT - wingless-related integration site (сайт інтеграції, пов'язаний з wingless)

Размещено на Allbest.Ru