Участь кальційзалежних калієвих каналів великої провідності в модуляції параметрів дихання мітохондрій міокарда докозагексаєновою кислотою

Размещено на http://www.allbest.ru/

Участь кальційзалежних калієвих каналів великої провідності в модуляції параметрів дихання мітохондрій міокарда докозагексаєновою кислотою

О.С. Панасюк, О.І. Бондаренко, Інститут фізіології імені О.О. Богомольця НАН України

Досліджували вплив докозагексаєнової кислоти (ДГК), ю-3 поліненасиченої жирної кислоти (ПНЖК), на параметри дихання ізольованих мітохондрій серця щурів та роль мітохондріальних кальційзалежних калієвих каналів великої провідності (ВКСа) в реалізації цих ефектів. Із застосуванням методу patch-clamp показано, що функціональні ВКСа-канали експресуються на внутрішній мітохондріальній мембрані кардіальних клітин і їх активність збільшується при додаванні ДГК. Було досліджено роль мітохондріальних ВКСа-каналів в модуляції параметрів дихання мітохондрій. Слід відмітити, що за наявності 10 мкмоль/л Са2+, додавання ДГК до суспензії мітохондрій призводило до зменшення швидкості поглинання кисню мітохондріями у функціональному стані V4. Зменшення дихального контролю (ДК) у відповідь на додавання Са2+ було менш вираженим за наявності ДГК. Такий самий ефект викликав активатор ВКСа-каналів NS1619. Інгібітор ВКСа- каналів паксилін (1 мкмоль/л) повністю пригнічував вплив ДГК та NS1619 на ДК. Таким чином, мітохондріальні ВКСа- канали залучені в реалізації впливу ДГК на процеси дихання мітохондрій.

Участие кальций зависимых калиевых каналов большой проводимости в модуляции параметров дыхания митохондрий миокарда докозагексаеновой кислотой

О.С. Панасюк, А.И. Бондаренко

Исследовали влияние докозагексаеновой кислоты (ДГК), ПНЖК класса ю-3, на параметры дыхания изолированных митохондрий и роль митохондриальных кальцийзависимых калиевых каналов большой проводимости (ВКСа) в реализации этих эффектов. С применением метода patch-clamp было показано, что функциональные ВКСа-каналы экспрессируются на внутренней митохондриальной мембране кардиальных клеток и их активность увеличивается при добавлении ДГК. Была исследована роль митохондриальных ВКСа-каналов в регуляции процессов дыхания митохондрий. Показано, что в присутствии 10 мкмоль/л Са²+, добавление ДГК приводит к уменьшению скорости поглощения кислорода митохондриями, уменьшение дыхательного контроля было менее выраженным. Качественно такой же эффект вызвал NS1619, активатор ВКСа-каналов. Ингибитор ВКСа-каналов паксилин отменял защитное влияние ДГК и NS1619 на показатели ДК в присутствии 10 мкмоль/л Са²+. Сделан вывод, что митохондриальные ВКСа-каналы участвуют в реализации эффектов ДГК на процессы дыхания митохондрий.

Ключевые слова: митохондрии; полиненасыщенные жирные кислоты; калиевые каналы.

BKCA channels mediate the effects of docosahexaenoic acid on the respiration parameters of myocardial mitochondria at high calcium concentrations

O.S. Panasiuk, А.L. Bondarenko; O.O. Bogomoletz Institute of Physiology, NAS Ukraine

Omega-3 polyunsaturated fatty acids (PUFA) provide protection against myocardial damage in ischemia-reperfusion.

However, the mechanisms that provide cardioprotection are not fully understood. In this study, we investigated the effect of docosahexaenoic acid (DHA), a member of omega -3 PUFA, on mitochondrial respiration parameters and the role of mitochondrial calcium-dependent potassium channels of large conductance (ВКСа) in the implementation of these effects. Using the patch-clamp method, it was shown that functional ВКСа channels are expressed in the inner mitochondrial membrane of cardiac cells and their activity increases with the addition of DHA. We investigated the role of mitochondrial ВКСа channels in the regulation of mitochondrial respiratory processes. In experiments with isolated mitochondria from rat hearts, we showed that DHA prevented an increase in the respiratory rate of mitochondria in the V4 state and a decrease in the respiratory control elicited by addition of 10 pM Ca²+. Qualitatively the same effect was caused by NS1619, the ВКСа opener. In the presence of 10 pM Ca²+, the ВКСа channel inhibitor paxilin (1 pM) prevented the protective effect of DHA and NS1619 on the parameters of respiratory control. We conclude that mitochondrial ВКСа channels are involved in the implementation of the effects of DHA on mitochondrial respiration.

Key words: mitochondria; polyunsaturated fatty acids; potassium channels.

Вступ

Давно відомо про позитивний вплив споживання ю-3 поліненасичених жирних кислот (ПНЖК) на частоту виникнення серцево-судинних захворювань [1]. Хоча механізми, які забезпечують такий ефект до кінця не з'ясовані, літературні дані вказують на те, що він значною мірою може пояснюватись не лише дією на плазматичну мембрану клітин міокарда, але й на мітохондрії [2, 3].

Різке зростання вмісту мітохондріального Са²+ (т. з. Са²+-перенавантаження) спричинює серцеву дисфункцію через загибель кардіоміоцитів. Два ключові механізми, які призводять до пошкодження кардіоміоцитів при зростанні вмісту Са²+- це генерація мітохондріями активних форм кисню (АФК) та відкриття мітохондріальної пори транзиторної проникності (МПТП).

Досить тривалий час активація мітохондріальних та сарколемальних АТФ-залежних калієвих каналів (К_АТф-каналів) вважалась основним кардіопротекторним механізмом і чимало досліджень присвячено вивченню кардіозахисної дії їх активаторів [4]. Крім К_АТФ-каналів у серцевому м'язі є й інші типи К+-каналів, зокрема Са²+-залежні К+-канали великої провідності (ВКСа), наявність яких нещодавно була підтверджена на внутрішній мембрані мітохондрій серця, але не на плазматичній мембрані [5]. Найновіші дослідження вказують про залучення мітохондріальних ВКСа-каналів у кардіопротекцію під час ішемічно-реперфузійного пошкодження серця [2, 6, 7]. Залежність активності ВКСа-каналів від концентрації внутрішньоклітинного кальцію і мембранного потенціалу, а також здатність транслювати динаміку концентрації вільного кальцію у зміни мембранного потенціалу робить ці канали важливою сигнальною системою як в мітохондрях, так і в судинних клітинах [7, 8].

Визначення впливу ю-3 ПНЖК на функціональний стан мітохондрій, параметри дихання та ролі мітохондріальних ВКСа-каналів у реалізації ефектів ю-3 ПНЖК є важливим для розширення сучасних уявлень щодо механізмів кардіопротекції.

Один із представників ПНЖК класу ю-3 є докозагексаєнова кислота (ДГК). Вона є складовою ліпідів більшості тканин тварин. Кардіопротекторний ефект ДГК та інших представників ю-3 ПНЖК реалізується завдяки покращенню ендотелійзалежного розслаблення та кардіогемодинаміки, функції лівого шлуночка [9], попередженню або зменшенню реперфузійних пошкоджень серця [2, 10]. Молекулярні механізми цих сприятливих ефектів пояснювали антиоксидантними та протизапальними властивостями ПНЖК, такими як зменшення продукції простагландинів та посилення системи антиоксидантного захисту [10]. Раніше ми показали, що додавання у зовнішній розчин ДГК призводить до гіперполяризації ендотеліальних клітин і підвищення активності плазмалемальних ВКСа-каналів [11]. Метою нашої роботи було дослідити вплив ДГК на активність мітохондріальних ВКСа-каналів та виявити їх можливу участь в опосередкуванні захисного прояву ю-3 ПНЖК на параметри дихання мітохондрій кардіоміоцитів при перенавантаженні Са²+.

Методика

Експерименти проводили на дорослих білих щурах-самцях лінії Вістар масою близько 250 г, яких утримували на стандартному раціоні віварію Інституту фізіології ім. О.О. Богомольця НАН України. Дослідження проведені з урахуванням Міжнародних принципів Європейської конвенції про захист тварин, які використовуються для експериментальних цілей (Страсбург, 1986).

Дослідження впливу ДГК на поодиноку активність мітохондріальних ВКСа-каналів було проведено на мітопластах, виділених з культури кардіальних клітин лінії HL-1, на базі Інституту молекулярної біології і біохімії Медичного Університету м. Грац (Австрія). Клітини вирощували в середовищі Ігла в модифікації Дульбекко (DMEM) ) з додаванням 10% бичачої сироватки, і підтримували в інкубаторі при 37°C в атмосфері 5% CO₂.

Мітохондрії з культури кардіальних клітин лінії HL-1 виділяли диференційним центрифугуванням. Клітини суспендували в буфері (ммоль/л): цукроза - 200, тріс-MOPS - 10 ЕГТА - 1 та інгібітор протеази (1:50, P8340 «Sigma», Австрія); рН доводили до 7,2 за допомогою тріс) та гомогенізували тефлоновим гомогенізатором. Залишок клітин осаджували при 900g впродовж 10 хв. Супернатант центрифугували при 3000g впродовж 20 хв. Осад з мітохондріями промивали та знов центрифугували при 7000g впродовж 15 хв.

Мітопласти отримували 10-хвилинною інкубацією ізольованих мітохондрій в гіпотонічному розчині такого складу (ммоль/л): 5 - НЕРЕS, 5 - цукрози, 1 - ЕГТА. рН доводили до 7,2 за допомогою КОН, як описано нами раніше [12]. Після інкубації ізотонічність відновлювали додаванням (1:5 об'єму) гіпертонічного розчину такого складу (ммоль/л): 750 - КС1, 80 - mPES, 1 - ЕГТА; рН доводили до 7,2 за допомогою КОН. Ізольовані мітопласти виглядали як прозорі везикули з залишками зовнішньої мембрани. Мітопласти візуалізували за допомогою оптичного інвертованого мікроскопа при збільшенні у 630 разів.

Мітохондрій серця виділяли диференцій- ним центрифугуванням як описано раніше [3, 13]. Реєстрацію поглинання кисню ізольованими мітохондріями серця проводили з використанням закритого електрода Кларка та прилада оксиграф («Hansatech», Велика Британія). Середовище інкубації (СІ) містило (ммоль/л): 120 -KCl, 10 - тріс-HCl, 10 - KH₂PO₄; pH 7,2. Як субстрат окиснення використовували 10 ммоль/л сукцинату натрію. Активне дихання ізольованих мітохондрій ініціювали додаванням 400 мкмоль/л АДФ. Обсяг камери був 1 мл.

За отриманими записами обчислювали параметри дихання мітохондрій: стан дихання у відносному спокої (V2), швидкість фосфорилюючого (у метаболічному стані 3 за Чансом, V3) та контрольованого (в метаболічному стані 4, V4) дихання мітохондрій, дихальний контроль (ДК) за Чансом (V3/V4) коефіцієнт ефективності фосфорилювання АДФ/О [13]. Швидкість споживання кисню наведена в наномолях О₂ на 1хв^-1на1 мг"¹ білка. Концентрація білка становила 1мг/мл, яку визначали за методом Бредфорда. ДГК, NS1619 та паксилін розчиняли в 96%-му спирті до концентрацій 30, 30 та 10 ммоль/л відповідно. NS1619 та паксилін були придбані у «Alomone Labs» (Ізраїль); ДГК- у «Sigma Aldrich» (Австрія).

Скляні мікроелектроди для проведення електрофізіологічних експериментів виготовляли з боросилікатного скла із зовнішнім діаметром 1,5 мм. Після оплавлення кінчиків та наповненням розчином із складом, наведеним нижче, опір піпеток становив 7-10 МОм. Піпеточний розчин містив (ммоль/л): КС1 -140, HEPES - 10, ЕГТА - 5. Концентрацію вільного Са²+ доводили до 10 мкмоль/л додаванням 4,93 ммоль/л СаС1₂. Склад зовнішнього розчину був аналогічним. Струми реєстрували за допомогою підсилювача (EPC7, “List Electronics”, Німеччина) в конфігурації mitoplast-attached. Аналіз результатів проводили з використанням програмного забезпечення Clampex і Clampfit pClamp (V9.2, Axon Instruments).

Експериментальні результати представленні як середнє значення ± s.e.m. Статистичну обробку проводили з використанням критерію t Стьюдента (парний або непарний у відповідних випадках), значення Р < 0,05 розглядали як вірогідні.

Результати

ДГК збільшує активність ВКСа-каналів внутрішньої мембрани мітохондрій кардiальних клітин Hl-1

Застосування конфігурації mitoplast-attached до ізольованих мітопластів у симетричних за калієм розчинах дало змогу виявити поодиноку активність великої провідності (~300 пС). При збільшенні значень потенціалу фіксації від +20 до +80 мВ, активність каналу збільшувалася (див. рис. 1, а), що доводить потеціалзалежність каналу. Суперфузія мітопластів розчином, що містив 1 ммоль/л ЕГТА без додавання Са²+, призводила до пригнічення активності (див. рис. 1. б), що також говорить про Са²+-залежність каналу. Додавання ДГК до ізольованих мітопластів збільшувало активність каналів при фіксованому потенціалі і концентрації кальцію без суттєвих змін амплітуди струму каналів. Додавання у зовнішній розчин паксиліну (3 мкмоль/л), селективного інгібітора ВКСа-каналів, призводило до пригнічення активності каналу (див. рис. 1, в). Таким чином, отримані результати дали змогу ідентифікувати функціональну активність ВКСа-каналів на внутрішній мембрані мітохондрій кардіальних клітин і виявити, що ДГК має прямий потенціюючий вплив на їх активність.

Участь BKCa-каналіву захисному ефекті ю-3 ПНЖК на параметри дихання мітохондрій міокарда при високих концентраціях кальцію Додавання ДГК (3 мкмоль/л) до суспензії мітохондрій у номінально безкальцієвому розчині призводило до зменшення швидкість дихання в стані V3 на 38,1% (з 99,79 ± 6,82 до 61,75 ± 5,29 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, б), V4 достовірно не змінилось (з 22,26 ± 1,5 до 23,5 ± 4,23 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, в), ДК зменшився на 29,5 % (з 4,5 ± 0,2 до 3,2 ± 0,35) порівняно з контролем (див. рис. 2, г).

Рис. 1. Докозагексаєнова кислота (ДГК) збільшує активність ВКСа-каналів внутрішньої мембрани мітохондрій (ВММ) кардіальних клітин Hl-1: а - калієві струми через ВКСа-канали ВММ при різних підтримуючих потенціалах. Конфігурація mitoplast-attached. б - струми при 10 мкмоль/л Са²+. та після хелатування Са²+. в - струми до та після додавання ДГК (праворуч) та ДГК в комбінації з паксиліном (знизу)

Рис. 2. Вплив NS1619 та докозагексаєнової кислоти (ДГК) на параметри дихання мітохондрій серця щурів до та після додавання 10 мкмоль/л Са²+ у розчин: а - швидкість дихання мітохондрій в стані 2; б - у стані 3; в - у стані 4; г - дихальний контроль; д - співвідношення АДФ/О. 1 - контроль; 2 - 10 мкмоль/л Са²+; 3 - NS1619; 4-NS1619 та Са²+; 5 - паксилін та NS1619 і Са²+; 6 - ДГК; 7 - ДГК та Са²+; 8 - паксилін, ДГК та Са²+; *Р < 0,05 порівняно з контрольною групою, **Р < 0,05 порівняно із значеннями реєстрації за наявності 10 мкмоль/л Са^ +, ***Р < 0,05 порівняно із значеннями за наявності NS1619 та Са²+, ****Р < 0,05 порівняно із значеннями за наявності з ДГК та Са²⁺

Додавання до суспензії мітохондрій активатора ВКСа-каналів NS1619 (30 мкмоль/л) призводило до стимуляції швидкості дихання в станах V2 на 20,4% (з 44,19 ± 2,24 до 53,18 ± 4,38 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, а) та V4 на 40,(51% (з 22.26 ± 1,51 до 31,32 ± 5,82 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, в). У номінально безкальцієвому розчині спостерігалося зменшення ДК на 40,71% з 4,54 ± 0,21 до 2,69 ± 0,28 (див. рис. 2, г). Отримані результати узгоджуються з даними літератури [9]. Швидкість дихання в стані V3 в наших дослідах не змінювалась (див. рис. 2, б).

Надалі ми досліджували чи впливає підвищення вмісту кальцію у розчині на ефекти ДГК та NS1619 на параметри дихання мітохондрій. Після додавання у розчин 10 мкмоль/л Са²+ швидкість дихання в стані V3 знижувалась на 25,4% (від 99,79 ± 6.82 до 79,58 ± 3.87 нмоль Оухв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, б). NS1619 не усував негативний вплив Са²+ на V3 (NS1619: 73,25 ± 10,98 нмоль Оухв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, б), але усував вплив Са²+ на V4 (контроль: 22,26 ± 1.51, Са²+: 35,08 ± 4,96, NS1619: 17,87 ± 1,27 нмоль Оухв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, в), та на ДК (контроль: 4,54 ± 0,2, Са²+: 2,58 ± 0,21, NS1619: 3,61 ± 0,41, див. рис. 2, г).

Дія ДГК (3 мкмоль/л) перед додаванням Са²+ (10 мкмоль/л) в середовище інкубації (СІ) попереджала подальше зниження дихання в стані V3 (58 ± 3,69 щодо 61,75 ± 5,29 нмоль О^хв'^мг"¹ білка, див. рис. 2, б). Зменшення дихального контролю (ДК) у відповідь на додавання Са²+ (з 4,54 ± 0,21 до 2,58 ± 0,21) було менш вираженим (з 3,2 ± 0,35 до 3,35 ± 0,31, див. рис. 2, г). За наявності ДГК зростання V4 у відповідь на додавання Са²⁺ не спостерігалось, а V4 підвищилася з 23,5 ± 4,23 до 28,78 ± 4,41 нмоль О^хв'^мг"¹ білка, в той час як за відсутності ДГК вона зростала з 22,26 ± 1,51 до 35,08±4,96 нмоль О₂ (див. рис. 2, в).

Інгібітор ВКСа-каналів паксилін (1 мкмоль/л) не попереджав зростання V2 у відповідь на дію Са²+ за наявності NS1619 (див. рис. 2, а) та зменшення V3 (див. рис. 2, б), але відмінив захисний вплив NS1619 при V4 (35 ± 5,82 нмоль О^хв'^мг"¹ білка, див. рис. 2, в.) та ДК (2,11±0,17, див. рис. 2, г). У разі дії ДГК, паксилін нівелював захист від Са²+ на ДК (2,28 ± 0,13 щодо 3,35 ± 0,31, див. рис. 2, г), але не зміг при станах дихання V3 (63,62 ± 4,9 проти 58,14 ± 3,69 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, б) та V4 (23,91 ± 3,14 проти 28,78 ± 4,41 нмоль О₂-хв^-1-мг^-1 білка, див. рис. 2, в). Паксилін знижував відношення АДФ/О при дії NS1619, але не за впливу ДГК (рис. 2, д).

Обговорення

Раніше нами показано, що дієта з додаванням ю-3 ПНЖК захищає мітохондрії від Са²+-інду- кованого набухання [3], що свідчить про здатність жирних кислот пригнічувати чутливість МПТП до відкриття. Оскільки відомо, що активація калієвих каналів внутрішньої мітохондріальної мембрани має кардіопротекторний вплив [4], і Са²+-індуковане надходження калію в мітохондрії стимулює їх дихання [14], в цій роботі ми досліджували можливе залучення мітохондріальних BKCa-каналів в модуляцію мітохондріального дихання ДГК. Літературні дані щодо впливу ю-3 ПНЖК на дихання мітохондрій при Са²+-перенавантаженні відсутні. Також немає літературних даних стосовно ролі мітохондріальних ВКСа-каналів у регуляції дихання мітохондрій при Са²+-перенавантаженні.

Нами показано, що ВКСа-канали є на внутрішній мітохондріальній мембрані кардіаль- них клітин і додавання ДГК призводить до збільшення їх активності. Якщо припущення, що захисна дія ю-3 ПНЖК на мітохондрії опосередкована дією ВКСа-каналів правильне, то при порівнянні параметрів дихання міто- хондрій мають бути спільні риси у відповідях на ю-3 ПНЖК та Са²+ та на дію активатору ВКСа-каналів NS1619 та Са²+.

Результати наших досліджень вказують на схожі риси впливу ДГК і NS1619 на параметри дихання мітохондрій міокарда. Так, за наявності обох агентів зростання V4 при додаванні Са²+ повністю пригнічувалось. Також спостерігалося зменшення ДК у відповідь на додавання Са²+ і воно було менш вираженим. Захисна дія ДГК і NS1619 на

ДК за наявності 10 мкмоль/л Са²+ попереджувалась впливом паксиліну. Ці результати свідчать про залучення мітохондріальних ВКСа-каналів у регуляцію дихання мітохондрій в стані V4 при дії ДГК та NS1619.

Нами були також виявлені і деякі відмінності впливу ДГК та NS1619 на показники дихання мітохондрій. Так, тільки дія ДГК, але не NS1619, попереджувала зниження V3 при Са²+-перенавантаженні; при стані дихання V4 паксилін відміняв захисну дію NS1619, але не вплив ДГК. У разі введення паксиліну знижувалося відношення АДФ/О при дії NS1619, але не ДГК.

За даними деяких досліджень, NS1619 (30 мкмоль/л) прискорює дихання мітохондрій в станах V2 та V4, причому блокатор ВКСа-каналів паксилін нівелював цей ефект [14]. За наявності пірувату як субстрату, NS1619 в концентрації 10, 20 і 30 мкмоль/л не впливав на стан V3 дихання, але при концентрації 50 мкмоль/л він значно його зменшував. За наявності сукцинату кожна з цих концентрацій NS1619 призводила до зменшення швидкості дихання в стані V3. Будь-яка концентрація NS1619 дещо зменшувала ДК при дії всіх субстратів, вказуючи на м'яке роз'єднання. За наявності сукцинату, паксилін не блокував вплив NS1619 на швидкість дихання в стані V3. Тобто ці дані [14] демонструють, що відкривання ВКСа-каналів прискорює швидкість дихання в станах V2 та V4, але не впливає на V3. Результати наших досліджень стосовно дії NS1619 на показники дихання мітохондрій узгоджуються з даними вказаних авторів.

Очевидно, що біоенергетика мітохондрій та гомеостаз кальцію складно взаємодіють [15]. Загальновідомо про кальцієву чутливість ключових ферментів циклу трикарбонових кислот. Відомо, що різке зростання вмісту мітохондріального Са²+ спричинює серцеву дисфункцію через загибель кардіоміоцитів. Два ключові механізми, які призводять до пошкодження кардіоміоцитів при зростанні вмісту Са²+- це генерація мітохондріями АФК та відкриття МПТП [15]. Прискорення активності циклу трикарбонових кислот за наявності Са²+ призводить до посиленого витоку електронів і, таким чином, до формування АФК на електронно-транспортному ланцюгу. Також мітохондріальне Са²+-перенавантиження пригнічує глутатіонредуктазу - антиоксидант матриксу.

У дослідах на мітохондріях мозку [16] було показано, що Са²+ інгібує дихання вже у концентрації 5Т0'⁷ моль/л, причому часо- та концентраційнозалежно. В наших дослідах з сукцинатом як субстратом, Са²⁺ в концентрації 10 мкмоль/л, знижував швидкість дихання мітохондрій серця в стані V3, прискорював в стані V4 та зменшував ДК. Літературні дані стосовно впливу ю-3 ПНЖК на дихання мітохондрій не є однозначними. Так, повідомлялося, що дієта збагачена ю-3 ПНЖК не впливає на швидкість дихання мітохондрій в станах V3, V4, ДК та АДФ/О [17]. З іншого боку, показано, що годування щурів дієтою, збагаченою ю-3 ПНЖК, призводить до зменшення швидкості дихання в станах V3, V4, та ДК [18]. Причина цих неузгоджень не є зрозумілою. Один з можливих механізмів дії ю-3 ПНЖК на функцію BKCa-каналів - це пряма взаємодія молекул жирних кислот і білка каналу чи білків, асоційованих з ним. Альтернативно, жирні кислоти можуть змінювати ліпідні властивості мембрани, впливаючи на взаємодію білок - ліпід [19].

Хоча NS1619 вважається досить селективним активатором ВКСа-каналів, деякі дані літератури свідчать, що він викликає апоптоз. Вказані вище відмінності в дії NS1619 та ДГК можуть пояснюватись впливом як NS1619, так і ДГК на BKCa-незалежні механізми. Проте пригнічення паксиліном впливу ДГК на показники дихання, зокрема відновлення швидкості дихання в стані V3, свідчить про залучення мітохондріальних BKCa-каналів у модуляцію мітохондріального дихання ю-3 ПНЖК. Таким чином, показано залучення мітохондріальних ВКСа-каналів у реалізацію ефектів ДГК на процеси дихання мітохондрій.

мітохондрія серце калієвий канал кислота

References

1. Bjerregaard P., Dyerberg J. Mortality from ischaemic heart disease and cerebrovascular disease in Greenland. J Epidemiol. 1988.17:3.

2. Jasova M., Kancirova I., Waczulikova I., Ferko M. Mitochondria as a target of cardioprotection in models of preconditioning. J Bioenerg Biomembr. 2017.49:357-68.

3. Panasiuk O., Shysh A., Bondarenko A., Moibenko O. Omega-3 polyunsaturated fatty acid-enriched diet differentially protects two subpopulations of myocardial mitochondria against Ca²⁺-induced injury. Exp Clin Cardiol. 2013; 18:е60-е64.

4. O'Rourke B. Evidence for mitochondrial K+ channels and their role in cardioprotection. Circ Res. 2004;94:420-32.

5. Singh H., Stefani E., Ligia T. Intracellular BK_Ca (iBK_Ca) channels. J Physiol. 2012. 590. 23:5937-47.

6. Frankenreiter S., Bednarczyk P., Kniess A. cGMP-elevating compounds and ischemic conditioning provide cardioprotection against ischemia and reperfusion injury via cardiomyocyte-specific BK channels. Circulation. 2017;136(24):2337-55.

7. Bentzen B., Olesen S.P., R0nn L. BK channel activators and their therapeutic perspectives. Front Physiol. 2014 Oct;9;5:389.

8. Sagach V, Bondarenko A, Bazilyuk O, Kotsuruba A. Endothelial dysfunction: possible mechanisms and ways of correction. Exp Clin Cardiol. 2006;11(2):107.

9. Frenoux J.M., Prost E.D., Belleville J.L., Prost J.L. A polyunsaturated fatty acid diet lowers blood pressure and improves antioxidant status in spontaneously hypertensive rats. J Nutr. 2001;131:39-45.

10. Farias J.G., Carrasco-Pozo C., Carrasco Loza R., Sepulveda N., Alvarez P., Quezada M., Quinones J., Molina V., Castillo R.L. Polyunsaturated fatty acid induces cardioprotection against ischemia-reperfusion through the inhibition of NF-kappaB and induction of Nrf2. Exp Biol Med. 2017;242:1104-14.

11. Panasiuk O., Bondarenko A. Membrane cholesterol determines the stimulatory effect of omega-3 PUFA on BK channel activity. Pharmacologia. 2015;6:31-7.

12. Bondarenko O.I. Study of calcium channels in the mitochondrial membrane of endothelial cells. Fiziol Zh. 2014;60(1):64-9. [Ukrainian].

13. Chance B., Williams G.R. The respiratory chain and oxidative phosphorylation. Adv Enzymol Relat Subj Biochem. 1956;17:65-134.

14. Heinen A., Camara A.K., Aldakkak M. Mitochondrial Ca²+- induced K+ influx increases respiration and enhances ROS production while maintaining membrane potential. Am J Physiol Cell Physiol. 2007;292:C148-C56.

15. Murphy MP. How understanding the control of energy metabolism can help investigation of mitochondrial dysfunction, regulation and pharmacology. BBA. 2001;1504:1-11.

16. Pandya J.D., Nukala V.N., Sullivan P.G. Concentration dependent effect of calcium on brain mitochondrial bioenergetics and oxidative stress parameters. Front Neuroenerget. 2013;5:10.

17. O'Shea K.M., Khairallah R.J., Sparagna G.C. Dietary omega-3 fatty acids alter cardiac mitochondrial phospholipid composition and delay Ca²⁺-induced permeability transition. J Mol Cell Cardiol. 2009;47:819-27.

18. Pepe S., Tsuchiya N., Lakatta E.G. PUFA and aging modulate cardiac mitochondrial membrane lipid composition and Ca²+ activation of PDH. Am J Physiol. 1999;276:149-58.

19. Clarke A.L., Petrou S., Walsh J.V., Modulation of BK_Ca channel activity by fatty acids: structural requirements and mechanism of action. Am J Physiol Cell Physiol. 2002;283:1441-53.

Размещено на Allbest.ru