Штаммоспецифические особенности в составе и динамике карбоновых кислот при выращивании бактерий Escherichia coli и Salmonella enteritidis

Размещено на http://www.allbest.ru/

Штаммоспецифические особенности в составе и динамике карбоновых кислот при выращивании бактерий Escherichia coli и Salmonella enteritidis

Полевая Елена Валерьевна

аспирант

Вахитов Тимур Яшэрович

д.б.н

Яковлева Елена Павловна

д.б.н., профессор

Аннотация

Исследован качественный и количественный состав низкомолекулярных карбоновых кислот (НК) в культуральной жидкости (КЖ) четырех штаммов Escherichia coli и Salmonella enteritidis var.Issatchenko. Показано, что помимо различий в составе НК, их динамика в процессе роста бактерий, а также общая концентрация в КЖ являлись штаммоспецифической характеристикой. Выявлены различия в составе и динамике НК, характерные только для пробиотических и только для условно-патогенных штаммов

Ключевые слова: низкомолекулярные карбоновые кислоты, пробиотические и условно-патогенные штаммы, коммуникация микроорганизмов

Summary

Strain specific features of the composition and dynamics of the carboxylic acids during cultivation escherichia coli and salmonella enteritidis

Polevaya Elena Valeryevna

postgraduate student

Vakhitov Timur Yasherovich

Dr.Sci.Biol.

State research institute of highly pure biopreparations, Saint-Petersburg, Russia

Yakovleva Elena Pavlovna

Dr.Sci.Biol., professor

Saint-Petersburg state chemical pharmaceutical academy, Saint-Petersburg, Russia

Qualitative and quantitative composition of the low-molecular carboxylic acids (CA) which were contained in the cultural liquid (CL) of the four strains of Escherichia coli and Salmonella enteritidis var.Issatchenko was investigated. The differences in the composition of the CA were shown, their dynamics during the bacterial growth and their total concentration in CL were strain specific characteristic. The differences in the composition and dynamics of the CA, which are specific only to probiotic and opportunistic strains were revealed

Keywords: low-molecular carboxylic acids, probiotic and opportunistic strains, communication between microorganisms

Взгляд на физиологические функции выделяемых бактериями метаболитов в настоящее время претерпевает значительные изменения. Исследования последних лет показали, что экзометаболиты, в том числе низкомолекулярные карбоновые кислоты, являются не просто конечными продуктами обмена, но и обладают определенными регуляторными функциями. Многие карбоновые кислоты обладают специфичностью, то есть по-разному влияют на рост культур разных видов и даже штаммов.

Согласно данным литературы добавление ацетата в среду культивирования E.coli приводило к повышению экспрессии одних белков и понижению других, в результате чего устойчивость бактерий к стрессу повышалась в 50-400 раз. Формиат, подавлял синтез ряда индуцировавшихся ацетатом белков [2; 3].

Высокие концентрации ацетата и низкие рН подавляли синтез шига-токсина у E.coli O157:H7 in vivo и in vitro [5; 6]; пропионовая, уксусная и масляная кислоты ингибировали рост энтерогеморрагической E.coli O157:H7 [7] и увеличивали экспрессию генов вирулентности, отвечающих за колонизацию кишечника [8; 9; 10]. Масляная кислота подавляла экспрессию 19 генов вирулентности Salmonella enterica [11], а формиат обеспечивал ее инвазию. Штамм с делецией генов ацетаткиназы и фосфотрансацетилазы (ackA-pta) выделял в 68 раз меньше формиата, чем дикий тип, и по этой причине оказался неспособен к инвазии и экспрессии ряда генов вирулентности. Добавление формиата восстанавливало экспрессию генов и инвазивность штамма. Полагают, что формиат регулирует не только процесс инвазии, но и определяет ее локализацию в кишечнике хозяина [12]. Имеются и другие примеры подобной регуляции [10; 11; 13].

Наличие регуляторных функций у внеклеточных НК заставляет по-новому относиться к изучению их динамики в процессе роста микроорганизмов, полагая, что она является не только усредненной характеристикой биохимических процессов, протекающих у отдельных клеток, но и причиной их согласования у всех членов популяции. Поскольку одни и те же НК по-разному действуют на разные виды и штаммы, следует ожидать, что и их динамика в процессе выращивания каждой культуры будет иметь свои особенности.

Целью настоящей работы являлось сравнительное изучение состава и динамики низкомолекулярных карбоновых кислот, выделяемых в среду культивирования четырьмя штаммами Escherichia coli и одним штаммом Salmonella enteritidis.

Материалы и методы

Культуры бактерий. Объектами исследования служили пробиотические и условно-патогенные бактерии: Escherichia coli M-17 (производственный штамм, входящий в состав пробиотика «Колибактерин»), E. coli К-12 VL 613 (пробиотический штамм, продуцирующий лизин и способный длительное время существовать в желудочно-кишечном тракте сельско-хозяйственных животных), E. coli О75 №5557 (условно-патогенный штамм), E. coli №14 (условно-патогенный штамм), Salmonella enteritidis var.Issatchenko (штамм, патогенный для грызунов). Все штаммы поддерживали в коллекции ФГУП «ГосНИИ ОЧБ» ФМБА России.

Условия культивирования бактерий. В работе использовали два способа выращивания посевного материала:

1) Замороженные культуры пересевали на чашки Петри с агаризованной средой (LB-агар) и выращивали 18 - 20 часов при 37оС, клетки смывали 0.85 % раствором хлорида натрия и использовали в качестве посевного материала.

2) Смытые с LB-агара клетки суспендировали в глюкозо-минеральной среде М-9 (с 0.4 % глюкозы и 0.005 % никотиновой кислоты; pH 7.2-7.4) в концентрации, соответствующей 0.2 - 0.3 единицам оптической плотности (D460) по 100 мл в 0.75 л колбы. Выращивание проводили на качалке (“Gerhardt”, Германия) с постепенным увеличением оборотов от 150 до 200 при 37С до стационарной фазы роста. Конечная плотность культуры обычно составляла 3 - 6 D460. Полученные культуры использовали в качестве посевного материала. Эксперименты проводили в 3 - 4-кратных повторностях. штаммоспецифический escherichia salmonella карбоновый

Контроль роста культур бактерий. Контроль роста осуществляли каждый час, начиная с момента засева. Оптическую плотность измеряли на спектрофотометре UV-mini (“Shimadzu”, Япония) на длине волны 460 нм (D460) в односантиметровой кювете. Отобранные пробы центрифугировали при 3000 g в течение 10 минут при 4 оС. Супернатант фильтровали через фильтр Millipore 0.45м и хранили при -7оС.

Хроматографический анализ карбоновых кислот. Анализ НК проводили методом высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) на специализированной колонке Supelcogel H 2504.6 мм (“Sigma-Aldrich”, США) в 0.1% фосфорной кислоте с 5% ацетонитрила со скоростью потока 0.3 мл/мин при температурах 25оС и 55 оС. Установка ВЭЖХ состояла из насоса LAB-20 (“Shimadzu”, Япония), термостата и блока измерения Uvicord SD (“LKB”, Швеция). Результаты регистрировали и обрабатывали с помощью программного обеспечения «МультиХром». Все использованные реактивы имели соответствующую квалификацию (осч).

Идентификация и определение концентрации кислот. Идентификацию НК осуществляли на основе сравнения их времен удержания с временами удержания стандартных образцов при 2-х температурах разделения и путем внесения стандартного образца кислоты в анализируемую пробу. Концентрацию кислот определяли по разности высот или площадей пиков с добавлением и без добавления эталона.

В таблицах и на рисунках приведены средние арифметические величины. Значения в таблице 1 рассчитывали путем усреднения максимальных концентраций НК, выделяемых культурами во всех вариантах культивирования.

Расчет параметров кривой роста культур. Удельную скорость роста бактерий (µ) рассчитывали по формуле экспонентациального роста [14]. Длительность лаг-периода определяли методом наименьших квадратов, расчет скорости выделения НК (v) проводился по формуле:

где сk и с(k-1) - концентрации кислот в моменты времени tk и t(k-1)соответственно.

Для всех вычислений использовали статистические инструменты MS Excel.

Результаты и обсуждение

Состав и количество НК в КЖ четырех штаммов E. coli и одного штамма S. enteritidis. Объектами настоящего исследования являлись близкородственные микроорганизмы, однако для каждого из них был характерен свой состав и количество НК. Штаммы, не различавшиеся по качественному составу выделяемых кислот, заметно отличались друг от друга по их количественному содержанию.

Общими для всех бактерий продуктами метаболизма являлись уксусная и муравьиная кислоты (ацетат и формиат), кроме того три штамма из пяти выделяли молочную кислоту (лактат) и один - янтарную (сукцинат) (табл.1).

Таблица 1 Состав и количество НК в культуральной жидкости четырех штаммов E. coli и S. enteritidis var.Issatchenko

Наибольшее количество ацетата и формиата выделял штамм №14, наименьшее количество ацетата - VL 613, формиата - S.enteritidis и E.coli О75. По количеству других кислот, последние 2 штамма также оказались весьма похожими.

Пробиотический штамм M-17 выделял наибольшее количество лактата, а S.enteritidis и E.coli VL 613 - совсем его не выделяли. При этом E.coli VL 613 оказался единственным штаммом, который выделял сукцинат. Возможно, что высокое содержание лактата является фактором выраженной антагонистической активности штамма М-17.

Влияние способа выращивания посевного материала на рост бактерий и выделение НК В задачи настоящей работы входило сравнение двух основных способов приготовления посевного материала - выращивание клеток на плотной и жидкой питательных средах. В биотехнологии эти способы обычно применяются последовательно в ходе подготовки посевного материала для засева в промышленный ферментатор.

Если для засева использовали культуру выращенную на жидкой среде, ее засев в свежую жидкую среду сопровождался переносом метаболитов со стационарной фазы старой культуры на лаг-фазу новой. При смыве бактерий с плотной питательной среды метаболитов переносилось меньше, что можно видеть на рисунке 1 при сравнении значений нулевых точек правых и левых графиков.

Для большинства бактерий основными переносимыми метаболитами, являлись ацетат и лактат. Ранее нами было показано, что их наличие в среде во многом определяло последующее развитие культуры E.coli M-17. Если в начале культивирования ацетат в среде отсутствовал, то рост не начинался до тех пор, пока его концентрация не достигала порогового значения. Добавление ацетата в среду приводило к сокращению лаг-периода. Внесение лактата лаг-период не сокращало, но при его добавлении вместе с ацетатом лаг-период сокращался больше, чем при добавлении только ацетата. Лактат, таким образом, не обладал собственной стимулирующей активностью, но усиливал действие ацетата [15].

Рисунок 1 Динамика роста и выделения НК штаммами E.coli М-17 (а, б), О75 (в, г), №14 (д, е), VL 613 (ж, з) и S.enteritidis (и, к). 1 - кривая роста, 2 - ацетат, 3 -лактат, 4 - формиат, 5 -сукцинат. Левые графики соответствуют засеву с плотной среды, правые - пересеву с жидкой среды

Эти результаты подтвердились и в настоящей работе. Статистический анализ показал, что для штаммов М-17 и О75, при засеве которых в новую среду переносились ацетат и лактат, существовала отрицательная корреляция между концентрацией ацетата в первый час роста и продолжительностью лаг-периода. Иными словами, чем больше была начальная концентрация ацетата, тем меньше длился лаг-период. Наибольший по абсолютному значению коэффициент корреляции был получен для штамма О75 - (-0.915), а наименьший - для М-17 - (-0.717). Коэффициент корреляции для лактата у обоих штаммов по абсолютному значению был меньше 0.5, таким образом, значимой корреляции с концентрацией лактата не наблюдалось. Из таблицы 2 видно, что при засеве штамма №14 из старой среды в новую переносились ацетат и формиат. Как и в случае штаммов М-17 и О75, сильная отрицательная корреляция существовала только с концентрацией ацетата (коэффициент корреляции составлял (-0.676).

Таблица 2 Концентрация НК (мМ) в культуральной жидкости E. coli и S. enteritidis сразу после засева жидкой культурой

Ранее на примере E.coli M-17 нами было показано, что при пересеве НК не только пассивно переносятся из одной среды в другую, но и могут дополнительно выделяться или поглощаться клетками. В настоящей работе это подтвердилось и для других бактерий. Так, например, концентрации лактата для штамма О75 и ацетата для S.enteritidis после их пересева оказались соответственно в 3 и 15 раз выше рассчитанных на основе состава КЖ посевного материала. Объяснить это можно только дополнительным выделением этих метаболитов. По крайней мере, в случае лактата это выделение энергетически выгодно клетке, поскольку сопровождается генерацией мембранного потенциала, необходимого для запуска ростовых процессов.

Обратный процесс - поглощение метаболитов - наблюдался при пересеве E.coli №14. Этот штамм отличался от других повышенным выделением формиата, однако при пересеве весь накопленный формиат поглощался бактериями и в составе среды не обнаруживался. Ранее считалось, что поглощение формиата не может приносить какой-либо энергетической выгоды клетке. В настоящее время существуют веские основания полагать, что окисление формиата и восстановление протонов с помощью формиат-водород-лиазы сопряжено с генерацией мембранного потенциала [16]. Таким образом, поглощение формиата штаммом №14 может быть для него точно таким же энергетическим толчком, инициирующим рост, как и выделение лактата штаммом О75.

Поглощение метаболитов наблюдалось и на других стадиях роста. На рисунке 1 видно, что вблизи стационарной фазы все микроорганизмы потребляли ацетат, причем для трех штаммов - E.coli М-17, О75 и №14 это потребление отмечалось только при пересеве культур с жидкой среды (рис.1б, г, е). Кроме того, при пересеве штамма №14 наблюдалось периодическое выделение-потребление лактата (рис.1е), не характерное для всех других штаммов. Интересно, что пробиотический штамм М-17 потреблял лактат только при засеве с плотной среды.

Несмотря на более продолжительный лаг-период культур, засеянных с плотной питательной среды, в дальнейшем они росли лучше, чем пересеянные с жидкой среды. Как видно на рисунке 1, при пересеве культур штаммов М-17, №14 и VL 613 с плотной среды, их оптическая плотность в конечном итоге была выше, чем при пересеве с жидкой. Для E.coli О75 и S.enteritidis результат роста в обоих случаях был приблизительно одинаков. Как уже отмечалось, эти два штамма были весьма схожи и по количеству выделяемых НК.

Важным показателем физиологии роста бактерий принято считать соотношение выделяемых ими продуктов. На рисунке 1 видно, что при засеве с плотной питательной среды все штаммы, за исключением VL 613, выделяли больше ацетата, а также молочной кислоты (М-17, №14 и О75) и/или формиата (E.coli №14 и S. enteritidis). Для штамма М-17 концентрация формиата не зависела от способа засева, а у О75 его было меньше при засеве с плотной среды. Для штамма VL 613, напротив, концентрация ацетата и формиата была выше при засеве с жидкой среды, однако сукцината при этом способе засева он выделялось значительно меньше.

Анализ динамики НК. Концентрация ацетата, основного метаболита исследуемых бактерий, в целом изменялась схожим образом для всех бактерий. С первых часов роста его количество монотонно увеличивалось вплоть до стадии замедления роста или его окончания. В первом случае к моменту окончания роста концентрация ацетата несколько снижалась. Для каждого из штаммов в динамике ацетата были выявлены определенные особенности. Так, для штамма VL 613 на рисунке 1(ж) видны периоды, когда культура временно прекращала выделять ацетат, для штаммов М-17 и №14 в ходе культивирования его концентрация могла уменьшаться (б, е) либо резко увеличиваться (д).

Выделение формиата обычно связывают с ухудшением условий аэрации культуры, поскольку основной фермент пути его образования (пируват-формиат-лиаза) чувствителен к кислороду. Однако E.coli VL 613 выделял формиат уже на 1-м часу роста (рис. 1з), то есть в условиях высокой аэрации культуры. Возможно, что его пируват-формиат-лиаза отличалась особой устойчивостью к кислороду.

Поскольку концентрация растворенного кислорода снижается с увеличением плотности аэрируемой культуры, производство формиата по ходу культивирования должно возрастать. В действительности это правило выполнялось только для S.enteritidis (рис.1и, к), выделявшей формиата меньше других штаммов (табл.1). Остальные культуры с определенного момента переходили на потребление формиата, например, штамм М-17 на рис.1б и VL 613 на рис.1(з). Возможно, это было связано с необходимостью поддержания гомеостаза рН [3; 17], однако нельзя исключить и возможность его использования в энергетических или конструктивных целях.

Для большинства штаммов, за исключением М-17, отмечалось сходство в изменении концентраций ацетата и формиата. Статистический анализ показал, что коэффициент корреляции между концентрациями формиата и ацетата находился в пределах от 0.680 для E.coli VL 613 до 0.986 для E.coli №14. Для пробиотического штамма М-17, напротив, с динамикой ацетата коррелировала динамика лактата, коэффициент корреляции составлял соответственно 0.969. Высокие коэффициенты корреляции между концентрациями двух продуктов могут означать, что они одновременно участвуют в авторегуляции одних и тех же популяционных процессов.

В процессе роста E.coli М-17 и О75 лактат постепенно накапливался обоими штаммами и практически полностью потреблялся в начале фазы замедленного роста E.coli М-17 (рис.1б) и на стационарной фазе штаммом О75 (рис.1в, г). E.coli №14 поглощала лактат дважды: на фазе ускоренного роста и в начале стационарной фазы (рис.1д, е).

Единственным штаммом среди эшерихий, не выделявшим лактат, являлся штамм E.coli VL 613. И он же, единственный, выделял в среду сукцинат. Известно, что образование сукцината - продукта фумаратного дыхания - сопровождается генерацией мембранного потенциала. Динамика концентрации сукцината повторяла динамику формиата: в течение первой половины роста штамм VL 613 выделял сукцинат, а в середине логарифмической фазы начинал его потреблять. Две важные особенности этого штамма - раннее выделение формиата и наличие сукцината среди продуктов метаболизма позволяют полагать, что этот штамм больше других склонен к анаэробному метаболизму [18].

Концентрация НК и удельная скорость роста. Поскольку НК участвуют в регуляции роста культуры [15], представляло интерес сравнить динамику µ с концентрацией НК. В большинстве случаев, если исключить относительно непродолжительные периоды поглощения НК, повышение µ после засева культуры сопровождалось увеличением концентраций выделяемых НК (рис.2а). Затем концентрация НК продолжала расти, а значения µ снижались. При µ ниже 0.6, культуры начинали потреблять некоторые НК.

Рисунок 2 Динамика НК и удельная скорость роста E.coli О75 (а) и №14 (б). 1 -удельная скорость роста (час-1), 2 - ацетат, 3 - формиат, 4 -лактат.

У штамма №14 наблюдали два максимума удельной скорости роста, что отчетливо видно на гистограмме (рис.2б). Первый отмечался после потребления ацетата и формиата, и выделения лактата. Второй максимум наблюдался, когда общая концентрация НК достигала порядка 4 мг-экв/мл. Для остальных бактерий максимальные значения скорости роста (µmax) соответствовали более низким концентрациям НК, например, для штаммов М-17 и О75 они составляли соответственно 0.9 и 2.0 мг-экв/мл. Возможно, что для каждого штамма существовала своя пороговая концентрация метаболитов, при которой удельная скорость его роста была максимальной.

Значения µmax по-разному коррелировали с концентрацией НК. Для штаммов М-17, №14 и VL 613 при высокой концентрации кислот наблюдались низкие значения µmax, а для E.coli О75 и S.enteritidis - наиболее высокие. Кроме того, величина µmax коррелировала с концентрацией индивидуальных кислот. Для штамма М-17 высокие значения µmax наблюдались при низких концентрациях ацетата и лактата, а для VL 613 - ацетата и сукцината. Для условно-патогенных культур E.coli О75 и S.enteritidis с увеличением концентрации ацетата возрастала и µmax.

Скорость выделения НК и удельная скорость роста. Физиология роста культур определяется не только концентрацией НК в среде культивировании, но и скоростью их выделения с µ не только интегральные кривые, но и производные по времени от концентраций НК, т.е. скорости их выделения.

На рисунке 3 видно, что скорость выделения ацетата культурой E.coli VL 613 имела два максимума: первый - в начале культивирования при увеличении µ и второй - на фазе замедленного роста, когда µ заметно понижалась.

Рисунок 3 Скорость выделения НК (мМ/час) (а) и удельная скорость роста (час-1) (б) E. coli VL 613. 1 - ацетат, 2 - формиат, 3 - сукцинат

Наиболее выраженной двухфазность была у условно-патогенных штаммов №14 и О75 и пробиотического штамма VL 613. Известно, что ацетат выделяется культурой в двух случаях: либо в аэробных условиях при высоких темпах роста, когда источник углерода не лимитирован, либо при снижении концентрации доступного кислорода и низкой скорости роста [19]. Можно полагать, что два пика на рис.3 как раз и соответствуют этим двум случаям.

Аналогичный эффект наблюдался и для других НК. На кривых скорости выделения лактата для штаммов М-17, О75 и №14 также можно было выделить две фазы. Для некоторых культур наличие двухфазности зависело от способа засева. Например, скорость выделения ацетата для E.coli М-17 и VL 613 и лактата для VL 613 носила двухфазный характер только при засеве с плотной среды. При засеве с жидкой среды имелся дополнительный максимум в конце роста бактерий. Аналогичный максимум в конце роста отмечался на графиках скоростей выделения формиата для штаммов VL 613, О75 и №14 (на рис.3 представлены графики только для E.coli VL 613). Отрицательные значения на приведенных кривых означали, что имело место поглощение соответствующих кислот.

Общая концентрация НК и рН при засеве культур с жидкой среды. Помимо состава и динамики НК штаммоспецифической особенностью являлась и их общая концентрация в КЖ. Наибольшее количество НК выделяли пробиотические штаммы VL 613 и М-17, общая концентрация НК составляла соответственно 7.1 и 6.7 мг-экв/л, а рН 6.71 и 6.67. Наименьшее количество кислот экскретировали условно-патогенные культуры, рН их КЖ был близок к нейтральным значениям. Так штамм №14 выделял 5.73 мг-экв/л, а E.coli О75 и S.enteritidis - только по 4.5 мг-экв/л, что подтверждало уже отмечавшееся ранее сходство этих культур.

Штаммоспецифической оказалась и пороговая концентрация метаболитов, при которой удельная скорость роста была максимальной. Кроме того, у одних штаммов высокая концентрация кислот коррелировала с высокими значениями µmax, у других штаммов наблюдалась обратная корреляция.

Высокое содержание кислот, в особенности лактата, принято считать важным фактором антагонизма пробиотических бактерий. Нами, однако, было показано, что помимо этого лактат является стимулятором роста лактобацилл и бифидобактерий, то есть выполняет регуляторные функции на межвидовом уровне [19].

Полученные в результате работы данные могут использоваться для понимания механизмов коммуникации микроорганизмов и их практического применения: регуляции состава микробиоценозов и совершенствования процесса культивирования производственных культур.

Список литературы

1. Вахитов Т.Я., Момот Е.Н., Шалаева О.Н. // Журн. микробиол. 2003. №6. С. 20-25.

2. Arnold C. N., McElhanon J., Lee A. et al. // J. Bacteriol. 2001. V.183. №7. P.2178-2186.

3. Kirkpatrick C., Maurer L. M., Oyelakin N. E. et al. // J. Bacteriol. 2001. V.183. P.6466-6477.

4. Stancik L.M., Stancik D.M., Schmidt B. et al. // J. Bacteriol. 2002. V.184. P.4246-4258.

5. Asahara T., Shimizu K., Nomoto K. et al. // Infection and Immunity. 2004. V.72. №4. P.2240-2247.

6. Carey C.M., Kostrzynska M., Ojha S., Thompson S. // J Microbiol. Methods. 2008. Vol.73. №.2. P.125-132.

7. Shin R., Suzuki M., Morishita Y. // J. Med. Microbiol. 2002. V. 51. P. 201-206.

8. Nakanishi N., Tashiro K. // Microbiology. 2009. V.155. P.521-530.

9. Tobe T, Nakanishi N., Sugimoto N. // Infection and Immunity. 2011. V. 79. №. 3. P. 1016-1024.

10. Herold S., Paton J. C., Srimanote P. // Microbiology. 2009. V. 155. №. 11. P. 3554-3563.

11. Gantois, R. Ducatelle, F. Pasmans et al. // Appl. Environ. Microbiol. 2006. V.72. №1. P. 946-949.

12. Huang Y., Suyemoto M., Garner Ch. D.et al. // J. Bacteriol. 2008. V.190. №12. P. 4233-4241.

13. Lawhon S.D., Maurer R., Suyemoto M., Altier,C. // Mol. Microbiol. 2002. V.46. №5. P.1451-1464.

14. Шлегель Г. Общая микробиология. М.: Мир, 1987. С. 192 - 194.

15. Вахитов Т.Я., Момот Е.Н., Толпаров Ю.Н. // Журн. микробиол. 2005. № 1. С. 16-21.

16. Акопян М., Поладян А., Баграмян К. // Биофизика. 2006. Т.51. №3. С.466-471.

17. Rossman R., Sawers G., Bock A. // Mol. Microbiol. 1991. Vol.5. P.2807-2814.

18. Alexeeva, S., Hellingwerf K. J., Teixeira de Mattos M. J. // J. Bacteriol. 2002. V.184. №5. P.1402-1406.

19. Вахитов Т.Я., Петров Л.Н. // Микробиология. 2006. №Т.75.№4. С. 483-488.

Размещено на Allbest.ru