Современные аспекты радиобиологии Drosophila melanogaster. Апоптоз и старение

Современные аспекты радиобиологии Drosophila melanogaster. Апоптоз и старение

Современная радиобиология ставит множество проблем, одна из них, на наш взгляд достаточно значимая и, следовательно требующая разрешения, это проблема изменения продолжительности жизни после облучения. Что лежит в основе радиоиндуцированного "старения"? Каковы возможные механизмы, приводящие организм к старости и, позднее к гибели? Современные достижения молекулярной биологии и генетики [1] позволили предложить один из таких "возможных" механизмов. Однако механизм "редукции теломер" может быть причиной старения, но не объяснять этот процесс, например, у постмитотических организмов (Drosophila melanogaster). В настоящем обзоре дана попытка объяснения радиоиндуцированного изменения продолжительности жизни у многоклеточных организмов дерегуляцией процессов апоптоза.

Дрозофила, хроническое облучение, продолжительность жизни, апоптоз. С полным основанием можно сказать, что дрозофила является наиболее изученным многоклеточным организмом. Изученность генома дрозофилы, генетического контроля большинства процессов реакции клетки на воздействия факторов среды позволяют назвать этот объект перспективным на современном этапе для радиобиологических исследований. Именно эти знания дали нам основание [2 - 5] предположить, что основным ответом организма на воздействие ионизирующих излучений малой интенсивности (в околофоновых величинах) является изменение стабильности генома, проявляющееся в изменении функций некоторых элементов генома (например, мобильные элементы) (рис.1).



Рис. 1. Модель реакции клетки на облучение в малых дозах.

Общая схема реакции генотипа может выглядеть следующим образом:

- действующий фактор приводит к изменению активности мобильных генетических элементов, приводящих к обратимым изменениям стабильности генома и, в какой-то мере, к индукции процессов адаптивного ответа клетки, процессов апоптоза и, в большей степени, механизмов репарации;

- в результате репарации может быть восстановлен исходный генотип. В случаях нетождественной репарации могут быть индуцированы летальные мутации, в последующем приводящие к гибели клетки (delayed apoptosis) или новые мутантные формы, которые, в случае успешной конкуренции, могут дать начало новому генотипу.

К настоящему времени скопилось достаточно много данных об участии мобильных генетических элементов в процессах микроэволюции [6 - 11]. Именно существование этих экстрахромосомных факторов у дрозофилы обусловило развитие исследований, посвященных генетическому контролю мутабильности [12 - 15]. В дальнейшем, в связи с открытием структуры ДНК, все внимание было уделено изучению процессов метаболизма ДНК, в частности исследованиям их генетического контроля.

У Drosophila melanogaster известно более 35 мутаций (часть из них приведена в приложении), нарушающих различные этапы репарации ДНК [16]. В последнее время выясняется, что многие из генов, которые функционируют в процессах репарации, участвую в формировании клеточных реакций задержки клеточного цикла и апоптоза [16,17,18].

В последние годы интерес к изучению мобильных генетических элементов , наличие которых показано практически для всех организмов, от бактерии до человека [19], значительно возрос и обусловлено это тем, что их значение в регуляции многих процессов, таких как дифференцировка , деление, рост, апоптоз, старение клетки оказалось более значимым, чем предполагалось ранее. Таким образом не удивительно, что была показана связь количества и распределения мобильных генетических элементов по геному с изменениями продолжительности жизни дрозофилы [20].

Средняя продолжительность жизни Drosophila melanogaster (при оптимальных условиях) составляет 35-60 дней [21,22]. Показано, что средняя и максимальная продолжительность жизни имаго при идентичных условиях содержания варьирует до 30%. Подобное отмечалось в постоблученных поколениях дрозофилы после однократного воздействия ионизирующей радиацией [23,24] .

Условия содержания дрозофилы способны значительно влиять на величину признака "продолжительность жизни". В отсутствии пищи продолжительность жизни имаго не превышает 50 часов, на минимальной среде - не более 20-30 дней [21]. Увеличение плотности популяции на стадии имаго приводит к уменьшению продожительности жизни мух, а увеличение плотности личинок наоборот [22]. Как показали исследования, плотность популяции влияет в течение третьего личиночного возраста, наиболее близкой к имаго чувствительной стадии [25].

Считается, что облучение способно изменять темп естественного старения и его модифицирующее действие на процесс "старческой смертности" показано только при относительно небольших дозах (до 4,2 Гр) [26,27].

Форма кривых выживания животных, представленная в безразмерных величинах, практически одинакова для все изучаемых форм, что свидетельствует об универсальности фундаментального механизма старения. Учитывая это, а также особенности биологии дрозофилы [28,29], реакций на облучение [21,26, 27,30,31] позволяют считать дрозофилу удобным объектом для изучения радиоиндуцированных механизмов старения и продолжительности жизни.

Продолжительность жизни особи определяется старением. Старение - физиологический процесс, сопровождающийся возрастными изменениями в организме, характер которых наследственно запрограммирован. Эти изменения ограничивают адаптационно-компенсаторные реакции организма, уменьшают его устойчивость к стрессу, дестабилизируют с возрастом жизненные функции и приводят к смерти [32] .

Существует более 500 гипотез геронтогенеза [33]. Однако, все они объединяются в следующие группы:

1. Стохастические (соматические мутации, катастрофа ошибок, гликозилирование белков)

2. Онтогенетические (иммунные и нейроэндокринные)

3. Программированные (геном зависимые)

4. Свободно - радикальные гипотезы старения.

Радиационное старение находит объяснение со всех перечисленных точек зрения. Прежде всего гипотеза свободных радикалов [34]. Сама гипотеза о том, что радикалы являются причиной старения, проверена на дрозофиле неоднократно. У трансгенных мух, несущих три копии генов Сu-Zn зависимой супероксиддисмутазы (SOD) и каталазы, продолжительность жизни увеличена более чем на 30%, увеличено время удвоения интенсивности смертности (MRDT) и снижено количество оксидативных повреждений белков [35]. Сверхэкспрессия SOD только в мотонейронах у дрозофилы повышала длительность жизни на 40% и делала мух более устойчивыми к агентам, стимулирующим образование активных форм кислорода, таким как ионизирующая радиация и паракват [36,37]. Эти факты свидетельствуют о ведущей роли повреждения нервных клеток в индукции процессов старения у дрозофилы. [29,38].

Наследуемость такого показателя как продолжительность жизни для дрозофилы составляет 0,132 - 0,442 [39]. Однако даже если предположить, что старение является стохастическим процессом и не находится под генетическим контролем, вступление в начало старения может быть генетически запрограммировано [22].

Нестабильность генома является важным атрибутом старения у многих видов [40]. Она приводит к дерегуляции генной экспрессии и, таким образом, к возрастным нарушениям в клеточной физиологии. Причин такой возраст зависимой нестабильности может быть несколько: укорочение теломер, активация мобильных генетических элементов, снижение эффективности действия репарации и другое.

Большое значение в индукции процессов старения клетки придают укорочению теломер [41,42]. Предполагают, что укорочение теломер может приводить к формированию дицентрических хромосом, и запускать реакцию на повреждение ДНК, опосредованную белком р53. В результате клетка впадает в неделящееся состояние [43,44]. Введение в геном фибробластных клеток активного фермента-теломеразы, достраивающего теломеры, позволило продлить жизнь клеточным популяциям как in vitro, так и in vivo [44,45]. Поскольку радиация приводит, как правило, к одноцепочечные разрывам ДНК, которые могут быть причиной потери теломерных участков хромосом, радиоиндуцированный ответ может быть результатом индукции механизмов клеточного старения [46].

Теломеры дрозофилы необычны, вместо олигонуклеотидной последовательности они состоят из нескольких тандемно расположенных ретротранспозонов LINE- типа: TART и HeТ-A [8,47,48]. LINE-ретротранспозоны способны индуцироваться в ответ на облучение [49]. Возможно, что транспозоны на концах хромосом дрозофилы в ответ на воздействие могут активироваться и дестабилизировать теломеры и близлежащие участки ДНК. Так показано, что ретротранспозоны Ty5-1, накапливающиеся в субтеломерной области хромосом дрожжей Saccharomices cerevisiae [50], активируются в ответ на стресс и индуцируют ДНК повреждения [48].

Экспоненциальное увеличение количества транспозонов может являться причиной инактивации функционально-активных генов и приводить к гибели клеточной линии или организма в целом [51]. Корреляция между старением и активностью транспозирующихся элементов проанализирована на разнообразных биологических системах [40]. Эксцизии элемента Тс1 на сайт у нематоды C. elegans возрастают более чем в 14 раз на протяжение продолжительности жизни этого организма [52]. Транспозиции Р-элемента у дрозофилы снижают длительность жизни самцов-имаго в зависимости от количества активных копий на геном [10,48,53,54]. Показано, что, по крайней мере, два ретротранспозона у дрозофилы (Copia и 412) активны в соматических тканях имаго [55] и они могут быть индуцированы в ответ на облучение [49]. В эмбрионах, имеющих соматически активную Р-транспозазу, частота эксцизий Р-элемента возрастает с дозой облучения (в диапазоне от 0,5 до 3,5 Гр) [56]. Активация облучением ретротранспозона LINE-1 в клетках млекопитающих приводит к запуску механизмов программированной клеточной гибели (апоптозу) [57]. Т.е. можно предположить связь между индукцией транспозиций и старением.

Все вышеперечисленные факторы (укорочение теломер, транспозиции, оксидативное повреждение клетки) способны приводить к активации программы самоликвидации клетки (апоптозу).

Апоптоз обнаружен у большинства, если не у всех, многоклеточных животных и растений [58]. Кроме того, программированная гибель клетки показана для некоторых одноклеточных и даже прокариотических организмов [59,60].

Апоптоз играет существенную роль в развитии, тканевом гомеостазе и старении [61]. У дрозофилы программированная гибель клеток проявляет все свойства, характерные для этой формы клеточной гибели: фрагментацию ядра, разрезание ДНК на олигонуклеосомальные фрагменты, блебинг (пузырение) плазматической мембраны и образование апоптотических тел [62,63]. Морфологическая идентичность апоптоза дрозофилы программированной гибели клетки, наблюдаемой у других организмов, предполагает общие механизмы регуляции [64].

Роль апоптоза в старении целостного организма обсуждается давно [65]. На данный момент показано (см. табл. 2), что старение многих типов клеток ассоциировано с изменением их чувствительности к апоптозу [66 - 91]. Целый ряд генов, участвующих в контроле апоптоза (как животных, так и растительных), претерпевает возраст зависимое изменение экспрессии (см. табл. 3). Показано, что ген WRN синдрома Вернера, наследственного заболевания с клиническими симптомами преждевременного старения, вовлечен в регуляцию механизмов апоптоза. Клетки с WRN мутацией характеризуются дисрегуляцией протеаз апоптоза ICE-семейства и высокой чувствительностью к Fas-индуцированному апоптозу [92].

Таблица 2. Возраст - зависимая активность процесса апоптоза в клетках и тканях многоклеточных организмов

Измененение апоптотической гибели клеток при старении
Апоптоз повышен	Апоптоз снижается	Апоптоз не изменяется
Гепатоциты Кардиомиоциты Т-клетки Макрофаги Спленоциты Мегакариоциты Эндотелиоциты Хондроциты Ооциты Нейроны	Фибробласты	Кератиноциты

Таблица 3. Возраст - зависимая экспрессия индукторов и ингибиторов апоптоза

5	Индукторы апоптоза	Ингибиторы апоптоза
Повышается	Р53, TNF-? , Fas, FasL, Bak, ДНКазаI, SGP-2, Катепсин-В, Са2+, ROS, ? -амилоидный пептид, церамид	Bcl-2 в фибробластах
Уменьшается	Bax	Мелатонин, Dad Bcl-2 в лимфоцитах

Подобные работы на дрозофиле только начинаются. Однако уже показано, что возраст-зависимая ретинальная дегенерация у имаго дрозофилы протекает по механизму апоптоза [93]. Экспрессия гена reaper⁺, (индуцирует) ответственного за апоптоз у дрозофилы, наблюдается и у имаго [94]. Постмитотическое состояние взрослых особей должно способствовать более четкому выявлению эффекта индукции апоптоза на старение и продолжительность жизни у этого организма.

Интенсивное изучение процессов апоптоза у дрозофилы позволило к настоящему моменту установить схему генентического контроля этого процесса (рис. 2) и показать его сходство с таковым у других организмов.

Рис. 2. Генетический контроль процесса апоптоза у Drosophila melanogaster. *-предполагаемый продукт.

Апоптоз у дрозофилы происходит в течение всего развития, начиная с 11 эмбриональной стадии (около 7 часов) [95], он обнаруживается в нервной и мышечной системе у постметаморфозных молодых имаго, а также у взрослых и стареющих мух {93,96,97].

Активация программы гибели клеток дрозофилы может быть индуцирована весьма разнообразными факторами [97], например, облучение, циклогексимид и этопозид [64,98,99]; к гибели приводит недостаток факторов выживания клеток (фактора роста эпителия и др.) и ювенильного гормона, либо воздействие экдизона [100-103].

Ключевые функции в регуляции программированной гибели клеток у дрозофилы выполняют гены, контролирующие развитие организма. Ген sina контролирует развитие R7 фоторецепторных клеток при образовании глаза. Гомолог sina у человека является р53 зависимым индуктором апоптоза и онкосупрессором [104]. Другой ген (wg) контролирует развитие крыла и центральной нервной системы Drosophila melanogaster, его делеция приводит к потере большей части протоцеребрума на поздних эмбриональных стадиях [105].

Исследования генетического контроля процесса программированной клеточной гибели выявили локус 75С1,2 на третьей хромосоме, делеция которого приводит к накоплению избыточной клеточной массы у эмбриона [98.106,107]. Первый ген, локализованный в данном локусе, получил название reaper (rpr). Позже здесь были идентифицированы гены hid (head involution defective) и grim с размером продуктов 410 и 138 аминокислот, соответственно [63,108-110]. Этим трем генам отводится центральная роль в контроле процесса апоптоза у дрозофилы (см. рис.2) и их экспрессия может быть модифицирована многими факторами, в том числе ионизирующими излучениями [97,98].

Ген rpr кодирует малый пептид (65 аминокислот), который имеет ограниченное сходство по последовательности с "доменом гибели" (DD)- функциональным участком рецепторов семейства TNFR млекопитающих и связанных с ними белков, контролирующих апоптоз [111,112]. Тем не менее, белок RPR не является их гомологом. Экспрессия в клетках дрозофилы DD-содержащих белков Fas и FADD, как оказалось, способна индуцировать апоптоз, но с участием протеаз апоптоза (каспаз), отличных от тех, которые активируются RPR. В то же время обнаруженная консервативность их функции позволяет предполагать наличие более близких гомологов Fas и FADD в клетках дрозофилы [63,113].

В искусственной системе у позвоночных RPR также индуцирует быстрый апоптоз. Для этого необходима субклеточная фракция митохондрий. Действуя совместно с цитозольными факторами, RPR запускает высвобождение цитохрома с (cyt c) из мембран митохондрий, блокируемое антиапоптозным фактором Bcl-2 [114].

Надо отметить, что члены Bcl-2/Ced9 семейства белков предотвращают гибель клетки, блокируя высвобождение cyt c из митохондрий и таким образом индукцию cyt c белков семейства Apaf-1/Ced4, ускоряющих самопроцессинг и активацию каспаз. В клетках дрозофилы индуцированный RPR апоптоз блокируется искусственно экспрессированными Bcl-2/Ced9 гомологами, что допускает опосредованный cyt c механизм действия RPR. Тем более что проведенные Хизахара с коллегами эксперименты показали присутствие собственной активности Ced9- и Ced4-подобных факторов в клетках дрозофилы [115].

Белок RPR способен к самоагрегации [97,116]. Его N-концевой участок имеет сходство по 14 аминокислотам с N-концами HID и GRIM [63,116]. Это предполагает взаимодействие между родственными молекулами. Показано, что RPR, HID и GRIM содержат эффекторный домен гибели (DED), необходимый для их взаимодействия между собой и с адапторными молекулами. DED функция этих белков может быть связана со стимулированием белок-белковых взаимодействий, среди которых их активаторы и соответствующие им каспазы [117]. Кроме того, все три белка, а также белок Doom, контролирующий программированную гибель клетки у дрозофилы, физически взаимодействуют с гомологами бакуловирусных ингибиторов апоптоза у дрозофилы (DIAP1, DIAP2), что приводит к блокированию апоптоза [62,118-120]. Известно, что контролируемый RPR, HID, GRIM и Doom апоптоз блокируется ингибиторами каспаз и, вместе с тем, RPR-индуцированный процесс связан с увеличением внутриклеточной концентрации церамида, вторичного мессенджера [62,112,121].

Эффекторные события апоптоза, такие как фрагментация ДНК, распад ядра и всей клетки, опосредованы активацией спецефических протеаз апоптоза семейства каспаз. Они синтезируются как неактивные проэнзимы, которые протеолитически процессируются по аспарагиновой кислоте с формированием функционирующего гетеродимера, состоящего из р10 и р20 субъединиц [122].

Первая каспаза дрозофилы DCP-1 была обнаружена и локализована в локусе 59F на правом плече хромосомы 2. Она имеет близкую гомологию с эффекторной каспазой 3 млекопитающих. Индукция апоптоза RPR или этопозидом приводит также к процессингу другой каспазы дрозофилы - drICE [64]. Активная drICE способна разрезать ламин DmO, запускать конденсацию хроматина и процессировать эффекторную каспазу DCP-1 [123]. DCP-2 - дрозофилиный гомолог DED содержащих каспаз 8 и 10, участвующих в каскаде протеолитических реакций от рецепторов гибели Fas и TNFR-1. Вероятно, DCP-2 связывает сигнальные пути гибели с нижележащими эффекторными каспазами, такими как DCP-1 [124]. Еще одной установленной каспазой дрозофилы является Redd, гомолог каспазы Nedd-2 млекопитающих [125].

Активация каспаз служит мостом к конечным событиям апоптоза, обеспечивающим необратимость механизма гибели клетки. Так, разрезание ядерного ламина DmO (гомолога ламина В дрозофилы) индуцирует нарушение целостности ядра [110]. Протеолиз актин-ассоциированных белков цитоскелета, как показано на млекопитающих, приводит к распаду клетки на апоптозные тела. Подобный механизм предполагается и у дрозофилы. Тем более что мутация в гене ddlc-1, кодирующем цитоплазматический динеин, у дрозофилы вызывает дезорганизацию актинового цитоскелета и массовый апоптоз [126]. Важная роль в апоптозе отводится также каспаза-активируемым ДНКазам (CAD), которые находятся в цитоплазме клетки в неактивном состоянии, поскольку связаны со своими ингибиторами, такими как белок DFF45 млекопитающих. Разрезание DFF45 эффекторной каспазой 3 ведет к активации ДНКазных свойств CAD и расщеплению ядерной ДНК на олигонуклеосомальные фрагменты. Дрозофилиный гомолог DFF45, DREP-1, ингибирует апоптоз в искусственной системе. Таким образом, можно предположить сходный с млекопитающими механизм расщепления ДНК при апоптозе у дрозофилы [124]. Фермент репарации ДНК PARP, играющий роль в апоптозе млекопитающих, претерпевает такой же каспаза-зависимый процессинг и в клетках дрозофилы [99].

Таким образом, программированная гибель клетки у дрозофилы имеет консервативное сходство как по морфологическим, так и по биохимическим проявлениям с апоптозом у других организмов.

Итак, радиация способна индуцировать апоптоз, в том числе и у дрозофилы. Принимая во внимание мнение, что дерегуляция контроля апоптоза является шагом, лимитирующим скорость старения [127], можно предположить, что радиация изменяет темп естественного старения организма дерегулируя контроль механизмов апоптоза. Индукция этих механизмов может быть опосредована ДНК модификацией (в результате прямого попадания частиц, радиоиндуцированной активации транспозиций, разрывами на теломерах), образованием свободных радикалов, либо непосредственным влиянием на экспрессию генов, контролирующих апоптоз (одним из таких генов является reaper у дрозофилы).

Список литературы

1. Биохимия. 1997. Т.62. Вып. 11.

2. Асланян М.М., Ким А.И., Магомедова М.А., Фаткулбаянова Н.Л. // Генетика. 1994 а. Т.30. N 9. С.1215 - 1219.

3. Асланян М.М., Ким А.И., Магомедова М.А., Фаткулбаянова Н.Л. // Генетика. 1994 б. Т.30. N 9. С.1220 - 1223

4. Зайнуллин В.Г., Сергиенко В.Ю. // Генетика. 1994. Т.30 (прил.) С.53.

5. Зайнуллин В.Г. Генетические эффекты хронического облучения в малых дозах ионизирующего излучения. СПб. Наука. 1998. 102 с.

6. Бреслер С.Е. Эволюция и транспозоны//Генетика. 1983. Т.19. N2. С.181.

7. Прозоров А.А. //Организация генома. М.:Наука. 1989. С.4-22

8. Lim J.K., Simmons W.J. // BioEssays. 1994. V. 16. N4. P. 269-275.

9. Nikitin A.G., R.C.Woodruff // Mutation Research. 1995. V. 338. P.43-49

10. Woodruff R.C., Nikitin A.G. // Mutat. Res. V. 338. №1. 1995. P.35-42.

11. Wright E.G. // Int. J. Radiat. Biol. 1995. V.68. N 3. P. 346.

12. Demerec M. // Genetics. 1937. V.22. P.469-478.

13. Demerec M. //Cold Spring Harbor Symp.Quant.Biol.. 1941.V.9. P. 145-150.

14. Demerec M. //Proc.Natl.Acad.Sci. USA. 1926. V.12. P.11-16.

15. Demerec M. //Proc.Natl.Acad.Sci. USA. 1926. V.12. P.687-690.

16. De Buendia P.G.//Mutat.Res. 1998. V.407. P. 67-84.

17. Dusenbery R.L., Smith P.D. // Mutat. Res. 1996. V.364. P.133-145.

18. Sekelsky J.J, Burtis K.C., Hawley R.C. // Genetics. 1998. V.148. P.1587-1598.

19. Berg D.E., Howe M.M. Mobile DNA. American Society of Microbiology. Washington. 1989. 301 P.

20. Рудаковская Е.Г., Потапенко А.А. //Генетика. 1994. Т.30. Прил. С. 134.

21. Ashburner M. Drosophila : A laboratory handbook. Cold Spr. Harb. Lab. Press: 1989. 1331 p.

22. Вайсерман А.М. // Пробл. старения и долголетия. 1996. Т.6. №1-2. С.3-10.

23. Измайлов Д.М., Обухова Л.К., Окладнова О.В., Акифьев А.П. // Докл. АН СССР. 1990. Т. 313. N 3. С. 718-722.

24. Обухова Л. К., Акифьев А.П., Измайлов Д.М. // Химия и жизнь. 1991. N3. С. 24-27.

25. Jazwinski S.M // Science. 1996. V. 273. N5271. P. 54-59.

26. Коваль О.А., Вайсерман А.М., Кошель Н.М. // Пробл. старения и долголетия. 1994. Т. 4. №2. С. 193-202.

27. Коваль О.А., Вайсерман А.М., Кошель Н.М., Войтейко В.П. // Радиобиол. съезд. Тез. докл. Пущино. С. 460. 1993.

28. Izmaylov D.M., Obukhova L.K. // Mech. Aging Dev. 1996. V. 91. N3. P. 155-164.

29. Акифьев А.П., Потапенко А.И., Рудаковская Е.Г. // Радиац. биол. Радиоэкол. Т.37. Вып.4. 1997. С. 613-620.

30. Ватти К.В., Тихомирова М.М //Исследование по генетике. Изд-во ЛГУ. 1976. Вып.6. С.32-43.

31. Ватти К.В., Тихомирова М.М. //Радиационный мутагенез и его роль в эволюции и селекции. М.: Наука. 1987. С.127 - 141.

32. Ткаченко Б.И., Пятина В.Ф. Физиология человека: Compedium. 1996. С-Петербург. 424 с.

33. Аршавский И.А. Физиологические механизмы и закономерности индивидуального развития. М.: Наука. 1982. 270 с.

34. Михельсон В.М. // Биология клетки в культуре. Л.: Наука, 1984. C.235-254.

35. Orr W.C., Sohal R.S. // Science. 1994. V. 263. №. P. 1128-1130.

36. Parkes T.L., Elia A.J., Dickinson D., et al. // Nature genet. 1998. V. 17. №2. P. 171-174.

37. Wallace D.C., Melov S. // Nature genet. 1998. V. 17. №2. P. 105-106.

38. Потапенко А.И., Рудаковская Е.Г., Кожевникова Н.А., Путрина И.Д., Акифьев А.П. // Онтогенез. Т. 28. N6. 1997. С.680-686.

39. Мыльников С.В., Смирнова А.Н. // Генетика. 1997. Т. 33. №5. С. 616-622.

40. Nikitin A.G., Shmookler Reis R.J. // Genet. Res. 1997. V. 69. №3. P. 183-195.

41.Оловников А.М. // Изв. АН Сер. биол. 1992. N4. С. 641-643.

42. Оловников А.М. // Изв. РАН Сер. биол. 1995. N4. С. 504-507.

43. Vaziri H., Benchimol S. // Curr. Biol. 1998. V. 8. №5. P. 279-282.

44. Вазири Х // Биохимия. 1997. Т.62. Вып. 11. С. 1380-1393

45. Bondar A.G., Ouellette M., Frolkis M., et al. // Science. 1998. V. 279. №. P. 349-352.

46. Crompton N.E. // Cell. Mol. Life Sci. 1997. V. 53. N7. P. 568-575.

47. Куренова Е.В, Мейсон Д.М. // Биохимия. 1997. Т.62. Вып. 11. С. 1453-1466.

48. Осивац Х.Д., Хаманн А. // Биохимия. 1997. Т.62. Вып. 11. С. 1491-1502.

49. Васильева Л.А, Ратнер В.А, Бубенщикова Е.В. // Генетика. 1997. Т. 33. N8. С. 1083-1093.

50. Voytas D.F. // Science. 1996. V. 274. N5288. P.

51. Murray V. // Mutat. Res. 1990. V. 237. №2. P. 59-63.

52. Egilmez N.K., Shmookler Reis R.J. // Mut. Res. 1994. V. 316. N1. P.17-24.

53. Driver C.J., McKechnie S.W // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1992. V. 673. P. 83-91.

54. Woodruff R.C. // Genetica. 1992. V. 86.№1-3. P. 143-154.

55. Driver C.J., Vogrig D.J. // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1994.V.717. P.189-197.

56. Handler A.M., Gomez S.P. // Genet. Res. 1997. V. 70. N1. P. 75-78.

57. Servomaa K., Rytomaa T// Int. J. Radiat. Biol. 1990. V. 57. №2. P. 331-343.

58. Hengartner M.O. // Curr. Opin. Genet. And Dev. 1996. V.6. N1. P.34-38.

59. Ameisen J.C.. // Science. 1996. V. 272. N5266. P.1278-1279.

60. Hochman A. // Critical Reviews in Microbiol. 1997. V.23. N3. P.207-214.

61. Vaux D.L., Strasser A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. . 1996. V.93. N6. P.2239-2244.

62. Harvey J, Bidway AP, Miller LK. // Mol.Cell.Biol. 1997. V.17. N5. P.2835-2843.

63. Vucic D., Seshagiri S., Miller L.K. // Moll.Cell.Biol. 1997. V.17. N2. P.667-676.

64. Fraser A.G., Evan G.I. // EMBO J. 1997. V.16. N10. P.2805-2813.

65. Уманский С.Р. // Усп. совр. биол. Т. 93. Вып. 1. 1982. С. 139-148.

66. Wang E., Lee M.J., Pandey S. //J Cell Biochem. 1994. V.54(4). P.432-439.

67. Chrest F.J., Buchholz M.A., Kim Y.H., Kwon T.K., Nordin A.A. // Cytometry.1995. V.20(1). P.33-42.

68. Varani J., Dame M.K., Taylor C.G., et al. //Lab. Invest. 1995. V.73(6). P.851-858.

69. Wang E., Pandey S. //J.Cell Physiol. 1995. V.163(1). P.155-163 .

70. Fujino Y., Ozaki K., Yamamasu S., et al. //Hum Reprod 1996. V.11(7). P.1480-1483.

71. Ishitani R., Sunaga K., Hirano A., et al. // J. Neurochem 1996 V.66. N3. P.928-935.

72. Kajstura J., Cheng W., Sarangarajan R., et al. //Am. J. Physiol. 1996. V.271. N3. P. H1215-H1228.

73. Kiatipattanasakul W., Nakamura S., Hossain M.M.,et al.// Acta Neuropathol (Berl) 1996. V.92(3). P.242-248.

74. Norsgaard H., Clark B.F., Rattan S.I. // Exp. Gerontol.1996. V.31. N5. P.563-570.

75. Anglade P., Vyas S., Hirsch E.C., Agid Y. // Histol. Histopathol. 1997. V.12. N.3. P.603-610.

76. Fulop T. Jr., Fouquet C., Allaire P., et al. // Mech Ageing Dev 1997. V. 96(1-3). P.15-34.

77. Herndon F.J., Hsu H.C., Mountz J.D. //Mech Ageing Dev 1997 V.94(1-3). P.123-134.

78. Higami Y., Shimokawa I., Okimoto T., et al. //Cell Tissue Res. 1997 V.288. N1. P.69-77.

79. Higami Y., Shimokawa I., Tomita M., et al. // Am. J. Pathol. 1997. V.151. N.3. P.659-663.

80. Mountz J.D., Wu J., Zhou T., Hsu H.C. //Immunol Rev. 1997. V.160. P.19-30.

81. Salminen A., Helenius M., Lahtinen T., et al. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1997. V.238(3). P.712-716.

82. Singhal P.C., Reddy K., Franki N., et al.// J. Investig Med. 1997. V.45(9). P.567-575.

83. Usami S., Takumi Y., Fujita S., et al. //Brain Res. 1997. V.747. N.1. P.147-150.

84. Wang E. //Exp Gerontol. 1997. V.32(4-5). P.471-484.

85. Zauli G., Vitale M., Falcieri E., et al. // Blood 1997. V.90. N.6. P.2234-2243.

86. Adams C.S., Horton W.E. //J Anat Rec 1998. V.250(4). P.418-425

87. Aggarwal S., Gupta S. //Immunol. 1998. V. 60. N.4. P.1627-1637.

88. Gruber H.E., Hanley E.N. Jr. //Spine. 1998. V.23. N.7. P.751-757.

89. Hashimoto S., Ochs R.L., Rosen F., et al. //Proc.Natl.Acad.Sci USA 1998. V.95(6). P.3094-3099.

90. Nitahara J.A., Cheng W., Liu Y., et al..// J Mol. Cell Cardiol. 1998. V.30(3). P.519-535.

91. Obonai T., Mizuguchi M., Takashima S. // Brain Res. 1998. V.783. N.1. P.167-170.

92. Wu J., He J., Mountz J.D. // Mech. Ageing Dev. 1998. V. 103. №1. P. 27-44.

93. Davidson F.F., Steller H. // Nature. V.391. N6667. 1998. P.587-591.

94. McCall K., Steller H. // Trends Genet. 1997. V.13. N6. P.222-226.

95. Abrams J.M., White K., Fessler L.I., Steller H. // Development. 1993. V.117. N1. P. 29-43.

96. Kimura K., Truman J.W. // J.Neurosci. 1990. V.10. N2. P.403-411.

97. McCall K., Steller H. // Trends Genet. 1997. V.13. N6. P.222-226.

98. Steller H., Abrams J.M., Grether M.E., White K. // Phil. Trans. R. Soc. Lond B Biol. Sci. 1994. V.345. N1313. P.247-250.

99. Poltronieri P., Yokota T., Koyama Y., et al. // Biochem. Cell. Biol. 1997. V.75. N4. P.445-449.

100. Dong R, Jacobs JR. // Devel.Biol. 1997. V.190. N2. P.165-177.

101. Jiang C., Baehrecke E.H., Thummel C.S. // Development. 1997. V.124. N22. P.4673-4683.

102. Dai J., Gilbert L.I. // Gen. Comp. Endocrinol. 1998. V.109. N2. P.155-165.

103. Robinow S., Draizen T.A., Truman J.W. // Dev. Biol. 1997. V.190. N2. P.206-213.

104. Nemani N., Linares-Cruz G., Bruzzoni-Giovanelli H.et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1996. V.93. N17. P.9039-9042.

105. Richter S., Hartmann B., Reichtert H. // Dev. Genes Evol. 1998. V.208. N1. P.37-45.

106. Raff M.C. // Science. 1994. V.264. N5159. P.667-668.

107. White K., Grether M.E., Abrams J.M., et al. // Science. 1994. V.264. N5159. P.677-683.

108. Grether M.E., Abrams J.M., Agapite J., White K., Steller H. // Genes Dev. 1995. V.9. N14. P.1694-1708.

109. Chen P., Nordstrom W., Gish B., Abrams J.M. // Genes Dev. 1996. V.10. N14. P.1773-1782.

110. McCall K., Steller H. // Science. 1998. V.278. N5348. P.230-234.

111. Golstein P., Marguet D., Depraeter V. // Cell. 1995. V.81. N2. P.185-186.

112. White K., Tahaoglu E., Steller H. // Science. 1996. V.271. N5250. P.805-807.

113. Kondo T., Yokokura T., Nagata S. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. . 1997. V.94. N22. P.11951-11956.

114. Evans E.K., Kuwana T., Strum S.L., Smith J.J., Newmeyer D.D., Kornbluth S. // EMBO J. 1997. V.16. N. P.7372-7381.

115. Hisahara S., Kanuka H., Shoji S., et al. // J. Cell Science. 1998. V.111. N6. P.667-673.

116. Zhou L., Schnitzler A., Agapite J., et al. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. . 1997. V.94. N10. P.5131-5136.

117. Kidd V.J. // Annu.Rev.Phisiol. 1998. V.60. P.533-573.

118. Hay B.A., Wasserman D.A., Rubin G.M. // Cell. 1995. V.83. N7. P.1253-1262.

119. Vucic D., Kaiser W.J., Harvey A.J., Miller L.K. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997 б. V.94. N19. P.10183-10188.

120. Vucic D., Kaiser W.J., Miller L.K. // Mol.Cell.Biol. 1998. V.18. N6. P.3300-3309.

121. Pronk G.J., Ramer K., Amiri P., Williams L.T. // Science. 1996. V.271. N5250. P.808-810.

122. Song Z., McCall K., Steller H. // Science. 1997. V.275. N5299. P.536-540.

123. Fraser A.G., McCarthy N.J., Evan G.I. // EMBO J. 1997. V.16. N20. P.6192-6199.

124. Inohara N., Koseki T., Chen S., Wu X., Nunez G. // EMBO J. 1998. V.17. N9. P.2526-2533.

125. FlyBase - The Drosophila Database. Available from the flybase.bio.indiana.edu network server and Gopher site and at URL http://morgan.harvard.edu / Nucleic Acids Res. V.24. N1. P.53-56.

126. Dick T, Ray K, Salz HK, Chia W. // Mol.Cell.Biol. 1996. V.16. N5. P. 1966-1977.

127. Tomei L.D., Umansky S.R. // Neurol. Clin. 1998. V. 16. №3. P. 735-745.

128. Boyd J.B., Harris P.V. // Genetics. 1987. V.116. P.233-239.

129. Todo T., Takemori H., Ryo H., et al. // Nature. 1993. V.361. P.371-374.

130. Smith P.D., Dusenbery L.R. // Mechanisms and Consequences of the Damage processing, Alan R. Liss, 1988, pp. 251--255.

131. Boyd J.B., Shaw K.E.S. // Molec. Gen. Genet. 1982. V.186. N 2. P.289-294.

132. Snyder R.D., Smith P.D.// Molec. Gen. Genet. 1982. V.188. N 2. P.249--255.

133. Huang W., Smith P.D. // Mutat. Res. 1997. V.384. P.81-88

134. Henderson D.S., Banga S.S, Grigliatti T.A., Boyd J.B. // EMBO J. 1994. V.13. N 6. P.1450-1459.

135. Henderson D.S., Glover D.M. // Mutagenesis. 1998. V.13. N 1. P.57-60.

136. Boyd J.B., Golino M.D., Shaw K.E.S., Osgood C.J., Green M.M. // Genetics. 1981. V. 97. N 34. P. 607--623

Приложение

Таблица 1. Гены, участвующие в контроле процессов репарации у Drosophila melanogaster

Ген	Продукт	Функция	Чувствительность мутантов	Гомологи у других организмов	Литературные источники
phr	фотолиаза	Репарация циклобутановых пиримидиновых димеров	УФ	фотолиаза	128
phr6-4	ДНК (6-4)-фотолиаза	Репарация (6-4) фотопродукта	УФ	человек , растения	129
mei-9	ДНК эндонуклеаза	Эксцизионная репарация нуклеотидов	ММС, УФ, ИИ	Saccharomyces cerevisiae rad1	18
mei-41	белок mei-41	Пострепликативная репарация, контроль клеточного цикла	кофеин, ММС, УФ, ИИ, гидроксимочевина	Homo sapiens  ATM, Schizosaccharomyces pombe rad3	18
mus106		Репарация алкилированных оснований	AA, ММС, Х- лучи, ИИ		130
mus108		Пострепликативная репарация	ММС, X-лучи, ИИ		131
mus201		Эксцизионная репарация	ММС, AA, АИ, УФ, Х- лучи		130
mus207		Репарация алкилированных оснований	ММС,УФ,АИ,Х-лучи, АА, формальдегид		132
mus206		Эксцизионная репарация алкилированных оснований	ММС, АИ, УФ, Х- лучи		132, 133
mus209	PCNA	Синтез ДНК связанный с эксцизионной репарацией, репарация двунитевых разрывов ДНК	ИИ	Homo sapiens  PCNA Mus  Pcna	134,135
mus302		Пострепликативная репарация	Х-лучи, ММС, АИ,		131
mus304	ДНК-зависимая аденозинтрифосфатаза	Пострепликативная репарация	ММС, АИ		136
mus306		Дорепликативная репарация АА повреждений	ММС, АА, УФ		131,136
mus308	полипептид MUS308, имеет геликазный и полимеразный домены	репарация межнитевых сшивок ДНК	АИ	E. coli ДНК полимераза I	136
mus309	белок IRPB	ДНК-связывающаяся субъединица ДНК-зависимой киназы, репарация двунитевых разрывов ДНК индуцированных транспозициями Р-элемента	Чувствителен к физическим и химическим агентам	Ku70 ДНК-связывающая субъединица ДНК-ПК млекопитающих	18
mus310		Пострепликативная репарация	ММС, УФ		136
mus311		Пострепликативная репарация	ММС		136

УФ- ультрафиолетовое излучение; ММС- метил метансульфонат излучение; ИИ- ионизирующее излучение; АА- алкилирующие агенты; АИ- азотистый иприт