Области применения метода полимеразной цепной реакции в настоящее время

Размещено на http://www.allbest.ru/

Реферат

На тему: "Области применения метода полимеразной цепной реакции в настоящее время"

Содержание

Введение

1. Применение полимеразной цепной реакции (ПЦР) для разных видов научно-исследовательской работы

2. Применение ПЦР в микробиологии, медицине, диагностике инфекционных заболеваний

3. Применение ПЦР в урогинекологической практике

3. Применение ПЦР в ветеринарии

4. Применение ПЦР в пивоварении

5. Применение ПЦР в криминалистике

Заключение

Список использованной литературы

Введение

Полимеразная цепная реакция (ПЦР) - экспериментальный метод молекулярной биологии, позволяющий добиться значительного увеличения малых концентраций определённых фрагментов нуклеиновой кислоты (ДНК/РНК) в биологическом материале (пробе).

Разработка метода ПЦР во многом расширила методические возможности молекулярной генетики, и, в частности, генной инженерии, причем настолько, что это кардинально изменило и усилило научный потенциал многих ее направлений. [4]

ПЦР не является панацеей в медицине или других областях науки, где метод также используется. Но сложно спорить с тем, что данная разработка Кэри Мюллиса открыла новые возможности в молекулярной биологии, судебной медицине, археологии, генетике и определении инфекционных заболеваний.

Актуальность рассмотрения применения ПЦР в различных областях состоит в том, что новейшие разработки, модификации данного метода имеют большое значение не только для научно-исследовательской деятельности, но и предполагает их переход в самые различные области медицины, сельского хозяйства и другие биотехнологические отрасли.

Целью написания реферата является описание областей применения метода ПЦР в настоящее время.

1. Применение полимеразной цепной реакции (ПЦР) для разных видов научно-исследовательской работы

Метод ПЦР имеет большое значение в молекулярно-генетических исследованиях. Молекулярно-генетические методы - большая и разнообразная группа методов, предназначенная для выявления вариаций (повреждений) в структуре участка ДНК (аллеля, гена, региона хромосомы) вплоть до расшифровки первичной последовательности оснований. Так, основым этапом в молекулярно-генетических исследованиях является амплификация -- накопление (умножение, клонирование) одинаковых фрагментов ДНК. При этом используется ПЦР, которая позволяет добиться значительного увеличения малых концентраций определённых фрагментов нуклеиновой кислоты (ДНК) в биологическом материале (пробе).

ПЦР использовалась также и в проекте «Геном человека». Идея Проекта "Геном человека" была выдвинута в США. Картирование генов человека и выяснение нуклеотидной последовательности человеческого генома составляют основные, взаимосвязанные задачи Международной программы "Геном человека". Использование метода ПЦР в этом проекте способствовало ее большему распространению. [12 ]

Еще одним примером использования метода ПЦР в научно-исследовательских целях является ее применения для анализа мутаций, вызванных действием различных систем редактирования генома (CRISPR/Cas или TALENs). Здесь проведение ПЦР является обязательным необходимым этапом в ходе анализа мутаций. Из клеток эукариот, обработанных искусственными нуклеазами, выделяют геномную ДНК, и методом ПЦР амплифицируют участок ДНК, содержащий сайт узнавания нуклеазы. Продукты ПЦР клонируют в плазмидном векторе с последующим секвенированием клонов. [3]

Также методы ПЦР активно используют генетической инженерии. Так, для идентификации трансгенных животных вьщепляют ДНК из маленького кусочка хвоста и тестируют ее на наличие трансгена с помощью блот-гибридизации по Саузерну методом полимеразной цепной реакции (ПЦР). Чтобы определить, находится ли трансген в клетках зародышевой линии животного, трансгенную мышь скрещивают с другой мышью. Далее можно проводить скрещивание потомков для получения чистых (гомозиготных) трансгенных линий. [2] Кроме того, используются методы введения мутаций с помощью праймеров с применением ПЦР. Так, был эффективно осуществлен сдвиг рамки считывания на один нуклеотид в сегменте гена lacZ плазмиды pBluescript II SK⁺ . Мутация была зашифрована в праймере 2. После первого раунда репликации образуется линейный гетеродуплекс, а при последующих раундах, накапливается мутантная плазмида из-за большого сродства прймера к измененной нити. Лигирование восстанавливает целостность кольцевой молекулы в месте стыка в 80% случаев.

Получение гибридных (слитых) белков - стандартная задача генетической инженерии, ставящая целью экспрессию, секрецию, детекцию или очистку целевого белка. В контексте белковой инженерии речь идет о создании белков, которые состоят из разных доменов, взятых у родственных или различных белков, и обладают полезными свойствами. Обмен доменами удобно проводить с помощью метода ПЦР. Для этого синтезируют праймеры, комплементарные к границам переносимого домен-кодирующего участка гена А, причем на их 5`-концах предусматривают последовательности, комплементарные к концам замещаемого домен-колируемого участка гена В (рис.1.) Эти последовательности сохраняются в получающемся дуплексе. Ген В клонируют в однонитевом векторе, что позволяет одной из нитей дуплекса связаться с ним и образовать своеобразный шунт замещаемому домен-кодирующему участку. Нить дуплекса служит праймером для копирования основной части вектора, которая содержит ген В с замещенным домен-кодирующим участком. [7]

Рис.1. Последовательные этапы замены домен-кодирующего участка гена В на участок гена А с помощью метода ПЦР. Волнистые линии в праймерах - последовательности, комплементарные к концам замещаемого домена в гене В; ген В, клонированный в однонитевом векторе, выделен жирной линией.

2. Применение ПЦР в микробиологии, медицине, диагностике инфекционных заболеваний

Использование метода ПЦР для диагностики инфекционных заболеваний как бактериальной, так и вирусной природы имеет колоссальное значение для решения многих проблем микробиологии и эпидемиологии. Применение этого метода также способствует развитию фундаментальных исследований в области изучения хронических и малоизученных инфекционных заболеваний. Однако следует отметить, что метод ПЦР лишь дополняет спектр традиционных методов, используемых в микробиологической диагностике. Наиболее рационально и эффективно применение ПЦР для обнаружения микроорганизмов трудно культивируемых в лабораторных условиях, атипичных форм бактерий. К ним также относятся внутриклеточные паразиты и микроорганизмы, способные длительно персистировать в организме хозяина. [14]

ПЦР входит в число молекулярно-биологических методов, которые используются в микробиологической диагностике. Они позволяют обнаружить в образцах, взятых от больного, при вскрытии или из окружающей среды молекулы НК возбудителя. Их специфичность обусловлена индивидуальностью геномов. Высокую чувствительность молекулярно-биологические методы получили с применением ПЦР. [1]

Применение ПЦР в урогинекологической практике. Среди инфекционных агентов, поражающих урогенитальный тракт большое внимание уделяется возбудителям латентных и хронических инфекций -- хламидиям, микоплазмам. Для заболеваний, вызываемых этими возбудителями, характерна стертость клинической симптоматики, хроническое течение, часто приводящее к поражению репродуктивных функций -- невынашиванию беременности, бесплодию. Исследования по изучению применения метода ПЦР для выявления Сhlamydia trachomatis, Mycoplasma hominis, Mycoplasma genitalium, Ureaplasma urealiticum, проведенные в крупных клиниках, показали высокую эффективность данного метода. Признано, что по показателям чувствительности и оперативности ПЦР превосходит культуральный метод, принятый в качестве «золотого стандарта». Для диагностики хламидийной инфекции в настоящее время выпускаются как видоспецифические ПЦР-наборы, предназначенные для выявления фрагмента ДНК Сhlamydia trachomatis, Сhlamydia pneumoniae, так и родоспецифические, в которых детектируется общий для всех видов хламидий фрагмент ДНК. Таким образом, можно проводить дифференциальную диагностику инфекций хламидийной природы, что особенно важно при респираторных хламидиозах.

Для диагностики микоплазмозов выпускаются тест-системы на Mycoplasma hominis, Mycoplasma genitalium, Ureaplasma urealiticum, Mycoplasma pneumoniae, для определения чувствительности микоплазм к антибиотикам тетрациклинового ряда и макролидам, а также для генотипирования Ureaplasma urealiticum, биовары которых (Parvo и T960) отличаются вирулентностью и в лечении которых могут применяться различные подходы.

Кроме того, производятся ПЦР-наборы для выявления Neisseria gonorrhoeae, Trichomonas vaginalis, Gardnerella vaginalis, Candida albicans, которые могут использоваться в диагностике латентных и хронических инфекций.

Следует особо выделить группу вирусов, поражающих урогенитальный тракт. Это вирус герпеса (HSV) и вирусы папилломы человека (HPV). Как известно, инфицирование HSV 2 типа, HPV 16, 18, 31, 33, 35, 45 типов несет риск злокачественных новообразований шейки матки у женщин. В настоящее время дифференциальная ПЦР-диагностика данных инфекций также возможна с помощью коммерческих наборов. Применение ПЦР в неонатологии. Целый ряд микроорганизмов способны поражать плод во время беременности. Это цитомегаловирус, токсоплазмы, вирус герпеса, вирус краснухи, микоплазмы, хламидии и др. Использование серологических тестов для определения этих инфекций у новорожденных неэффективно, поскольку формирование иммунной системы у ребенка происходит в течение нескольких месяцев, и наличие инфекционного агента может не сопровождаться выработкой специфических антител. С другой стороны, в крови новорожденного длительное время могут присутствовать материнские антитела класса IgG, способные проникать через плацентарный барьер. Таким образом, наличие специфических IgG у ребенка в первые месяцы жизни не свидетельствует о присутствии возбудителя.

Применение ПЦР-анализа значительно увеличивает возможности диагностики неонатальных инфекций, в том числе и на внутриутробном этапе. Материалом в этом случае может служить амниотическая жидкость или ворсинки хориона. Эффективным является ПЦР-анализ ЦМВ у новорожденных. Для анализа используется моча или слюна ребенка. При конъюнктивитах и пневмонии новорожденных исследование эпителиального соскоба с конъюнктивы или задней стенки глотки методом ПЦР позволяет выявлять этиологический фактор, которым часто являются хламидии, микоплазмы. полимеразный цепной инфекционный бактериальный

Применение ПЦР в пульмонологии и фтизиатрии. Частой причиной атипичных пневмоний, рецидивирующих хронических бронхитов являются микоплазмы и хламидии. Диагностика этих возбудителей традиционными методами микроскопии и бакпосева неэффективна. ПЦР позволяет не только диагностировать хламидиозы и микоплазмозы, но и проводить видовую идентификацию возбудителя (С. pneumoniae, C. trachomatis, M. hominis, M. pneumoniae).

Использование метода ПЦР позволяет значительно улучшить раннюю диагностику туберкулеза. Метод ПЦР сочетает в себе высокую чувствительность, которая не уступает культуральному методу и равна 10?50 копий генома, и высокую оперативность (время проведения анализа -- 6?8 часов). Материалом для анализа может служить мокрота, бронхоальвеолярный лаваж, спинномозговая жидкость, экссудаты, моча, что позволяет эффективно выявлять как легочные, так и внелегочные формы инфекции. В настоящее время разработаны и появились на рынке ПЦР-наборы для определения устойчивости микобактерий к антибиотикам.

Применение ПЦР в клинике инфекционных заболеваний. Сегодня наиболее всесторонние преимущества ПЦР при диагностике вирусных заболеваний можно продемонстрировать, рассматривая инфекционный процесс, обусловленный вирусом гепатита С (ВГС).

Особую диагностическую ценность ПЦР для обнаружения этого вируса представляет по следующим причинам:

1) отсутствие способа культивирования ВГС;

2) наборы для антигенной диагностики не существуют;

3) реакция образования антител к ВГС настолько замедлена, что диагноз во время острой фазы инфекции, как правило, поставить невозможно.

Поэтому в настоящее время становится общепризнанным использование технологии ПЦР для диагностики, контроля качества лечения и эпидемиологического анализа заболеваемости, обусловленной ВГС. При этом только технология ПЦР позволяет решать следующие задачи: 1) проводить диагностику острой инфекции при позднем выявлении антител к ВГС; 2) осуществлять этиологическую диагностику хронического гепатита С у иммуносупрессированных пациентов; 3) оценивать эффективность противовирусной терапии; 4) выявлять виремию у доноров крови с нормальным уровнем аминотрансфераз; 5) определять возможную контаминацию препаратов крови; 6) оценивать широту распространения гепатита С.

Кроме диагностики вирусных гепатитов ПЦР нашла применение в диагностике таких заболеваний, как СПИД, сальмонеллез, дифтерия, бруцеллез, холера, токсоплазмоз, туляремия и др.; в гастроэнтерологии-- для выявления геликобактериоза. [14]

3. Применение ПЦР в ветеринарии

Инфекционная патология в ветеринарии охватывает широкий круг болезней, различных как по характеру течения (острые, хронические, латентные), степени распространения (от спорадических случаев до эпизоотии), так и по сложности их диагностики. Важное, а при некоторых болезнях решающее значение имеют серологические исследования, направленные на выявление антител, вырабатываемых организмом животного в ответ на внедрение инфекционного агента или вакцины. Несмотря на ряд достоинств, методы, основанные на этом принципе, обладают недостаточной чувствительностью и специфичностью. Существенный прорыв был сделан в последние годы, когда для диагностических целей привлекли методы генной инженерии и биотехнологии. Для диагностики инфекционных заболеваний наибольшее применение нашёл способ амплификации (умножения) нуклеиновых кислот: полимеразная цепная реакция (ПЦР), лигазная цепная реакция, NASBA-метод и др.

ПЦР в лабораторной диагностике инфекций характеризуется быстротой, непревзойдённой чувствительностью и высокой специфичностью, что позволяет обнаруживать микроорганизмы, присутствующие в очень низких концентрациях (1-10 возбудителей в пробе). При этом ДНК инфекционных агентов может быть достаточно эффективно экстрагирована из любой биологической жидкости или ткани, а также из проб объектов окружающей среды (почвы, воды и т.д.) и продуктов питания. Полимеразная цепная реакция эффективна при обнаружении бактериальных, грибковых, паразитарных и вирусных патогенов.

К настоящему времени ветеринарными специалистами уже разработаны тест-системы для диагностики методом ПЦР таких заболеваний, как туберкулёз, сибирская язва, лейкоз, чума крупного рогатого скота, бешенство, ящур, бруцеллез, кампилобактериоз, листериоз, хламидиоз животных, классическая чума свиней, респираторно-репродуктивный синдром свиней, парвовирусная инфекция свиней, энцефаломиокардит свиней, сальмонеллёз, стафилококкоз, микоплазмоз, болезнь Марека, реовирусная инфекция, болезнь Гамборо, инфекционный бронхит птиц, ньюкаслская болезнь; чума плотоядных, вирусный энтерит норок, вирусный гепатит утят и др.

Среди методов лабораторной диагностики гриппа птиц наиболее эффективным считается метод полимеразной цепной реакции. Используя праймеры к НА, NA и М-генам различных субтипов вируса гриппа, Zhang W. и Evans D.N. (1991 г.) впервые продемонстрировали возможность детекции вирусов. Однако исследования были выполнены на музейных штаммах.

Главными преимуществами ПЦР в сравнении с методами культурального подхода являются его более высокая чувствительность, быстрота и безопасность для персонала. При сравнении с серологическими методами ПЦР существенно выигрывает, поскольку позволяет выявлять вирусы гриппа на самых ранних стадиях, задолго до появления антител.

Кроме явных диагностических преимуществ, его дополняют методом секвенирования ДНК, и тогда он является универсальным молекулярно-генетическим подходом к определению большинства биологических свойств вирусов гриппа птиц, позволяющим выявлять родство циркулирующих штаммов, предсказывать его опасность для человека и эффективность противовирусной терапии.

Хламидиозная инфекция широко распространена практически среди всех видов млекопитающих и наносит существенный экономический ущерб различным отраслям животноводства, вызывая гибель животных, патологию их воспроизводительных органов, аборты, рождение мёртвого или нежизнеспособного приплода. [15]

Одним из самых распространенных хронических инфекционных заболеваний с/х животных, наносящих значительный экономический ущерб животноводству, является лейкоз крупного рогатого скота (ЛКРС). Возбудитель болезни -- РНК-содержащий лимфотропный вирус семейства Retroviridae (род дельтаретровирус), вирус лейкоза крупного рогатого скота (ВЛКРС), обладающий интеграционным механизмом взаимодействия с геномом клетки-хозяина. Н.А. Мальцева и др. при исследовании лейкоза крупного рогатого скота использовали 2 метода диагностики - РИД (реакции иммунодиффузии) и ПЦР. Разработанный, испытанный и представленный ими метод диагностики при использовании ПЦР показал более высокий уровень чувствительности и специфичности относительно применяемого в практике ветеринарии метода серологического анализа РИД. А именно, из 860 исследованных образцов крови крупного рогатого скота на наличие ВЛКРС-инфекции в РИД выявлено 211 (24,5%) проб сывороток крови, имеющих антитела к вирусу, тогда как с помощью ПЦР обнаружено 366 животных-вирусоносителей, что составляет 42,5% от числа исследованных. Таким образом, можно сделать вывод, что метод ПЦР-диагностики ВЛКРС-инфекции является более чувствительным, чем применяемый РИД, и позволяет выявлять инфицированных животных на самых ранних стадиях инфекционного процесса. [3]

4. Применение ПЦР в пивоварении

ПЦР представляет собой одну из наиболее многообещающих технологий, позволяющих быстро обнаруживать присутствие микробиологических контаминантов в пивоварении, но до сих пор она еще недостаточно широко применяется в рутинных анализах.

Специфичность ПЦР такова, что по одному сценарию можно различать грамположительные и грамотрицательные бактерии, по другому -- выявлять такие виды, как Pediococcus damnosus и Obesumbacterium proteus, причем и то и другое в ходе одного анализа. Использование такой высокоспецифичной методики идентификации оправдано применительно к засевным дрожжам, где контаминация может присутствовать на уровне единичных клеток, или применительно к любому объекту, для которого контаминация микроорганизмами недопустима в принципе.

Первоначально для идентификации контаминантов пивоваренного производства (как в засевных дрожжах, так и в готовом продукте) было разработано большое число ПЦР-тестов, однако ни один из них не достиг уровня надежности подсчета на чашках, что не компенсируется даже преимуществом выигрыша во времени (часы вместо дней). Главными проблемами остаются большая чувствительность метода, что увеличивает число «ложноположительных» показаний, его высокая стоимость, а также относительная трудность выполнения анализов. Кроме того, по сравнению с подсчетом на чашках достоверность выделения незначительных количеств микроорганизмов в готовых непастеризованных продуктах уменьшается (особенно относительно загрязняющих бактерий). К имеющимся сейчас в употреблении тестам относятся тесты по идентификации различных пивоваренных контаминантов (в том числе молочнокислых бактерий) и специфические тесты на такие контаминанты, как Obesumbacterium, Pediococcus и Lactobacillus, позволяющие даже различать молочнокислые бактерии по их устойчивости к хмелю.

Дальнейшее совершенствование ПЦР-методов было направлено на тестирование ингредиентов сырья относительно наличия генетически модифицированных продуктов, особенно кукурузы, и хотя такое применение ПЦР-технологии прямо не связано с микробиологической контаминацией, оно предствляет определенную ценность для пивоварения. В новых более автоматизированных технологиях (например, как Light Сус1егш фирмы Roche) достоверность и надежность ПЦР-методов была увеличена, и дальнейшее развитие в этой области несомненно будет способствовать более широкому их применению в пивоваренной промышленности.

Специфические ПЦР-праймеры, которые тщательно конструируются для амплификации последовательности-мишени, обычно имеют размер от 15 до 25 нуклеотидов, и для этого необходимо предварительное знание интересующей исследователя последовательности ДНК. Альтернативой является использование меньших неспецифических или имеющих случайный состав праймеров с размерами от 9 до 12 нуклеотидов. Благодаря своим меньшим размерам эти «случайные» праймеры связываются с несколькими различными сайтами ДНК на последовательности ДНК любого микроорганизма. Использование таких меньших по размеру случайно составленных или неспецифичных праймеров для ПЦР-диагностики назвали методом ПЦР полиморфной ДНК, амплифицированной случайным образом (RAPD, Random Amplified Polymorphic DNA). В ходе RAPD-PCR из-за связывания со значительно большим числом участков в геноме обычно образуется несколько ПЦР-продуктов, которые затем разделяют электрофорезом в агарозном геле и получают «отпечатки пальцев» ДНК или профили, специфические для рода или даже вида микроорганизма. RAPD- отпечатки зависят от составляющих праймеры последовательностей, условий реакции в каждом цикле амплификации (которые, как правило, менее строгие, чем при специфическом ПЦР-тесте, для максимального увеличения числа сайтов связывания) и источника ДНК.

Эту технологию использовали для описания свойств и дифференцирования пивоваренной микрофлоры, включая виды Pediococcus, Lactobacillus и Obesumbacterium, а также штаммов дрожжей для эля и лагерного пива. Вместо смеси олигонуклеотидов для выполнения RAPD-PCR можно использовать многократно повторяющиеся специфические последовательности (полиGT-олигонуклеотиды). В дрожжевом геноме полиGT-последовательности локализованы на концах хромосом и рассматриваются как «горячие точки» генетической рекомбинации. Эта методика крайне полезна для идентификации отдельных видов и разновидностей штаммов и для ускоренной идентификации штаммов ее можно включить в состав баз данных. С практической точки зрения такая методика требует наличия колоний чистых культур. Если культура смешана с одним или несколькими штаммами бактерий или дрожжей, получаются аномальные образцы, которые невозможно сопоставить с имеющимися штаммами. В частности, эта методика не подходит для выявления бактериальной контаминации дрожжей. [6]

5. Применение ПЦР в криминалистике

ПЦР используют для сравнения так называемых «генетических отпечатков пальцев». Необходим образец генетического материала с места преступления -- кровь, слюна, сперма, волосы и т. п. Его сравнивают с генетическим материалом подозреваемого. Достаточно совсем малого количества ДНК, теоретически -- одной копии. ДНК расщепляют на фрагменты, затем амплифицируют с помощью ПЦР. Фрагменты разделяют с помощью электрофореза ДНК. Полученную картину расположения полос ДНК и называют генетическим отпечатком пальцев (англ. genetic fingerprint). [8]

Метод ПЦР был легко адаптирован для анализа локусов тандемного повтора. В США ФБР стандартизировало набор из 13 тандемных повторов для ДНК-профилирования, а также организовало объединённую базу данных ДНК «Combined DNA Index System (CODIS)» для судебно-медицинской идентификации в уголовных делах. Подобные анализы и базы данных были созданы и в других странах. Кроме того, разработаны комплекты инструментальных средств, которые позволяют анализировать одиночный нуклеотидный полиморфизм (ОНП). [9].

В ходе получения профиля ДНК идет поиск сегментов, получивших название «коротких тандемных повторов» [short tandem repeats (STR)] - повторяющихся фрагментов, содержащих по 2-6 нуклеотидов, встречающихся во всем генетическом коде. Число повторов каждого STR индивидуально для каждого человека, благодаря чему измерение длины и количеств различных STR позволяет точно соотнести ДНК с человеком. [10]

Основные этапы технологии генетического анализа STR-маркеров для установления личности:

1. Выделение исследуемого образца

2. Количественное определение ДНК

3. Амплификация ДНК (ПЦР)

4. Генетический анализ коротких повторяющихся повторов (STR)

5. Интерпретация полученных результатов генетического анализа

Для проведения генетического анализа ДНК человека в судебно-медицинских образцах крайне важно проведение ее количественного определения, особенно для целей генетического анализа по установлению личности. В ряде случаев, исходя из поставленных судебно-медицинским экспертом вопросов, стоят задачи по точному определению количества ДНК человека и/или мужской ДНК в образцах, содержание которых может варьировать в широком диапазоне в зависимости от источника ДНК и его качества. Для такого генетического анализа удобно использовать автоматизированные системы ПЦР в режиме реального времени. [11]

Несомненно, методы на основе ПЦР имеют ряд преимуществ. Во-первых, они позволяют проводить непосредственное измерение длины каждого гипервариабельного STR-локуса. Во-вторых, получить результаты ПЦР-анализа удается обычно в течение 24 часов, что значительно сокращает время исследования. И наконец, ПЦР очень удобна в тех случаях, когда имеется ничтожно малое количество образца. Чувствительность ПЦР - это также и слабая ее сторона. В случае образца, загрязненного посторонней ДНК, может быть произведено множество ее копий: процесс амплификации настолько эффективен, что даже нескольких случайных молекул ДНК, попавших в образец, бывает достаточно для того, чтобы прийти к ложным выводам. Артефакты возможны также как результат неправильного подбора условий ПЦР, при амплификации неспецифических (неаллельных) фрагментов и в некоторых других случаях. Еще одним недостатком определения STR-фрагментов является то, что распределение частот аллелей в популяции не такое равномерное. Вследствие этого лаборатория, использующая STR анализ, вынуждена исследовать больше локусов для получения того же количества информации относительно подобия генетического профиля двух людей. [12]

Заключение

Таким образом, открытие метода ПЦР стало одним из наиболее выдающихся событий в области молекулярной биологии за последние десятилетия. Это позволило поднять медицинскую диагностику на качественно новый уровень.

Область применения ПЦР велика и постоянно расширяется: диагностика генетических заболеваний, обнаружение генетического материала патогенных микроорганизмов в клинических образцах, синтез гибридизационных зондов, создание библиотек кДНК из малых количеств мРНК, мультипликация ДНК для целей секвенирования, направленный мутагенез. Кроме применения метода ПЦР в медицине и научных исследованиях, ее также активно используют в самых различных отраслях, такие как пивоварение, ветеринария, криминалистика.

Список использованной литературы

1. Воробьёв А. А., Кривошеин Ю. С., Широбоков В. П. Медицинская и санитарная микробиология: Учеб. пособие для студ. высш. мед. учеб. заведений /. -- М.; Издательский центр «Академия», 2003. -- 464 с., [16] л. цв. ил.].

2. Глик Б., Пастернак Дж. Молекулярная биотехнология. Принципы и применение. Пер. с англ.-М.: Мир, 2002. 589 с.

3. Мальцева Н. А., Шайхаев Г. О., Ирский А. Г., Постовой С. Г., Животов А. А., Шлычков Е. Е., Еремин В. Ф. ПЦР-диагностика лейкоза крупного рогатого скота // Вет.патология. 2003. №1.

4. Немудрый А. А., Валетдинова К. Р., Медведев С. П., Закиян С. М. Системы редактирования геномов TALEN и CRISPR/Cas инструменты открытий // Acta Naturae (русскоязычная версия). 2014. №3 (22)

5. Патрушев Л.И. Искусственные генетические системы. Т1: Генная и белковая инженерия. М.: Наука, - 526 с.

6. Прист Ф. Дж., Й. Кэмпбелл. Микробиология пива / (ред.); пер. с англ. Под общ. ред. Т. В. Мелединой и Тыну Сойдла. -- СПб: Профессия, 2005. -- 368 с.

7. Рыбчин В.Н. Основы генетической инженерии. 2-е изд, перераб. и доп.:Учебник для вузов. СПб.: Изд-во СПбГТУ, 2002. 522 с.

8. https://ru.wikipedia.org/wiki/Полимеразная_цепная_реакция

9. https://ru.wikipedia.org/ /wiki/Генетическая_дактилоскопия

10. http://www.chemport.ru/datenews.php?news=1311

11. http://www.nearmedic.ru/upload/files/Doc_237_862.pdf

12. http://www.scientific.ru/journal/grig/crimedna3.html

13. http://humbio.ru/humbio/moldiagn/0000b13a.htm

14. http://www.medicus.ru/venereology/specialist/ispolzovanie-polimeraznoj-cepnoj-reakcii-pcr-v-klinicheskoj-praktike-22468.phtml

Размещено на Allbest.ru