Изучение морфологических, биохимических, паталогоанотомических свойств сальмонеллёзного микроба и действия на микробов, нового лекарственного препарата "Биотон"

Горизонтальное, или трансмиссивное распространение возбудителей заболеваний происходит, когда цыплята из инкубатора выходят здоровые, а в период выращивания подвергаются заражению путем прямого или косвенного контакта с больными цыплятами микробоносителями или с обсеменными предметами окружающей среды.

Как отмечает А.А.Закомырдин (1982), в промышленном птицеводстве передача возбудителей болезней чаще происходит при непрямом (косвенном) контакте. Патогенные микроорганизмы, выделяемые больной птицей с экскрементами, слизистыми истечениями, десквамированным эпителием и т.п., попадают на поверхности помещений, оборудования и предметов ухода, в корм, воду, воздух, помет, подстилку, сточные воды, на спецодежду обслуживающего персонала и др. Контаминация объекто внешней среды возможна такие при транспортировке больной птицы, ее убое и переработке. Контактирование здоровой птицы с инфицированными объектами внешней среды, как правило, ведет к заражению птицы.

Автор далее отмечает: более часто патогенные микроорганизмы как внутри хозяйства, так и за его пределы разносятся с различными предметами: тара, транспорт, одежда обслуживающего персонала, помет, подстилка и т.д.

В многочисленных литературных источниках имеются данные о том, что человек с загрязненной обувью, одеждой, запыленными во время пребывания в птичнике, с руками или инструментами (слесари) может стать переносчикам возбудителей различных заболеваний. Бездомные собаки, кошки, грызуны, дикие птицы, насекомые также могут быть разносчиками патогенных микроорганизмов (А.Б.Прохоров, Л.Д.Алмазов, 1932; Wan E.S.Olney 1940; Э.Я.Мозель, В.С. Ярных, М.М.Фазалиев, 1957; И.С.Загаевский, 1966; Л.Ф.Цимох, Н.Г.Сердюк, Н.А.Соловьян, 1967; В.Ф.Глухов, 1968; К.Ш.Гаджиев, 1968, Ю.П.Мозжухина, 1968; С.А.Воробьева, 1968; И.В.Шур, 1970; М.Х.Малтугуева, 1973; А.Ф.Меныш, 1975; Н.М.Остановский, 1976 г. и др.)

Устойчивость возбудителей к химическим и физическим агентам.

Возбудитель пастереллеза. Уничтожение очагов инфекции при различных заболеваниях считается основой профилактики, однако эта цель достигается только путем проведения очистки и дезинфекции объектов внешней среды. Для уничтожения возбудителей во внешней среде необходимо знать объект, который подлежит обеззараживанию, и характеристики дезинфицирующих средств.

В экспериментах испытаны различные химические вещества: серная и сольная кислота, крезол, борная кислота и щелочи в различной концентрации.

И. С. Загаевский (1939) рекомендовал проводить дезинфекцию птичников при холере птиц 5% - ным растворам формалина в течение 6-7 мин, 10% - ным растворам каустической соды - 8 - 10 мин.

Некоторые авторы советуют проводить дезинфекцию деревянных поверхностей 1%-ным раствором формалина, 3%-или 5%-ной смесью лизола с 5%-ным растворам неочищенной карболовой смеси, 5-10%-ным раствором хлорной извести (П.П.Сахаров, И.С.Истомин, 1940; Н.М.Никифорова, 1951, 1958; М.С.Ганнушкин, 1952; П.Н.Андреев, К.П.Андреев, 1954; Я.Е.Коляков, 1960, и др.)

А.А.Поляков, В.Г.Жаров (1960) в своих работах для обеззараживания инфицированных объектов применяли 3%-ный раствор едкого натра при экспозиции 3ч; 2%-ный раствор едкого натра (40-43⁰)-1ч; 0,3-0,4-ный раствор формальдегида -1ч, 3%-ную водную эмульсую креолина - 3 ч при температуре ее 40-40⁰-2ч. Несколько лучше действовал раствор ксилонафта в 5%-ной концентрации - 3 ч.

И.Н.Дорошко и Г.И.Геря (1962) на одной из Киевских птицефабрик сконструировали газовую дезинфекционную установку. Она смонтирована на автомобильном прицепе: установлены газовые баллоны с топливным жидким газом (метан, пропан, бутан). Баллоны поставлены в 3 ряда и соединены питающей трубкой. В каждом ряду имеется манометр, показывающий давление газа, регулируемый редуктором. На штуцер редуктора со стороны низкого давления надет шланг, и газ поступает в инжекторную горелку. Длина пламени 30-40 см, ширина 25-30 см. Рабочий газ под давлением 0,8-1,0 атм сгорает при температуре пламени 1200-1300⁰ на расстоянии 20 см. При помощи газа 200 м² пола или 100 батарейных клеток для птиц можно обработать в течение 40-45 мин. Газом из баллона массой 10-12 кг можно обработать 2000 клеток для взрослых кур или цыплят.

Ю.Б.Сафаров, Н.А.Абдулгалимов (1969) для обеззараживания поверхностей помещений, территорий скотных дворов и предметов ухода при пастереллезе животных применяли холодный раствор 2%-ного формальдегида или 5%-ный раствор серно-карболовой смеси, 1%-ный осветленный раствор хлорной извести, а также 3%-ный горячий (70-75⁰) раствор едкого натра или 3%-ный раствор креолина и получали хороший результат.

Для обеззараживания поверхностей из глинобита и утрамбованного навоза можно использовать более концентрированные растворы: 3%-ный формальдегида, 5%-ный креолина, 6%-ный едкого натра, 9%-ный серно-карболовой смеси и осветленный раствор хлорной извести, содержащий 5%-активного хлора, 6-ный раствор однохлористого йода.

J.Tchentchev, J.Geunov, J.Mithova (1968) для обеззараживания поверхностного зараженных лиц от P.avicid применяли 4%-ный раствор йодмонохлорида в течение 12 мин, после чего нейтрализовали 4%-ным растворам тиосульфата натрия. Такая дезинфекция полностью предохраняла от заражения этими патогенными культурами.

А.А.Закомырдин, Ю.И.Боченин (1974) для обеззараживания птичников от возбудителя пастереллеза применяли смесь, приготовленную из хлорной извести с формалином в соотношении 1:1. Если хлорная известь содержит 20-21% активного хлора, то количественное соотношение компонентов должен быть 1:1,25. В результате смешивания происходит экзотермическая реакция и выделяется аэрозоль, размеры частиц которого достигают 1 мкм.

W.Muller, B.Best (1971) отмечали, что птичнике количество микроорганизмов в 1 л. воздуха в зависимости от метода содержания птицы достигает 300 тыс. Для обеззараживания воздуха в помещениях они рекомендуют применять 0,1%-ный раствор хлорноватистой кислоты в смеси с 3%-ной эмульсией креолина при экспозиции 5-6 ч. J.Нoyovec, A.Fleser (1971) отмечали, что для аэрозольной дезинфекции воздуха помещений, где содержатся цыплята, пригоден 40%-ный раствор молочной кислоты в дозе 10 мг/м³ помещения.

A.A.Saj (1966) доказал эффективность проведения дезинфекции птицеводческих помещений после основательной механической очистки всех поверхностей, инвентаря и оборудования и после удаления пыли с потолка 3%-ным раствором формалина, 0,5%-ным едким натром и 2%-ным растворам крезола. Расход дезинфицирующих растворов 0,5 л. на 1 м² площади.

K.G.Lonman (1965) рекомендует дезинфекцию птичников проводить формальдегидом, беря на каждые 50 м² площади 1 кг технического пергаманганата калия и 2,5 л смеси, состоящей из 40%-ного формалина и воды в соотношении 1:1. Разводить формальдегид следует в эмалированной посуде, заливая перманганат калия разбавленным формалином. При этой работе необходимо пользоваться противогазом и резиновыми перчатками. Автор рекомендует проводить такую дезинфекцию инкубаторов перед закладкой яиц и на 18-й день инкубации. Он предупреждает, что яйца после 24 и до 48ч с начала инкубации дезинфицировать нельзя. Для обеззараживания инкубатора берут 35 мл 40%-ного формалина, 25 г перманганата калия и 17,5 мл воды; смесь наливают в фарфоровый или эмалированный сосуд.

J.Tchentchov, J.Golnov, I.Mitkov (1968) провели обеззараживание поверхностей объектов и яиц, инфицированных P.avixida 4%-ным раствором однохлористого йода. Нейтрализацию остаточного количества дезинфекционного агента на обработанных поверхностях проводили с помощью 4%-ного раствора тиосульфата натрия (гипосульфита) в течение 1-2 мин. Затем яйцо и поверхности обильно орошали стерильным физиологическим растворам. После обработки проводили посевы на питательные среды и одновременно заражали белых мышей, вводя им по 0,5 мл. суспензии. За подопытными животными наблюдали 10 дней. Дезинфекцию проводили в течение 12,15 и 18 мин. Лучшей эффект получен при экспозиции 12 мин.

Возбудитель пуллороза - тифа

По данным М.В.Рево и М.Д.Жуковой (1958), под действием растворов сулемы в разведении 1:1000 и 5%-ного карболовой кислоты погибает в течение 30с, 1%-ного раствора формалина - в течение 5 мин, раствора марганцовокислого калия 1:1000 и 4%-ной хлорной извести - в течение 15 мин.

И.С.Загаевский (1971) отметил слабое действие известкового молока на S.gallinarum, а 3%-ный раствор едкого натра убивал возбудителя тифа птиц в течение 30 мин, в то время как 0,1%-ный раствор фенола, и 2%-ный раствор формалина инактивировали возбудителя в течение 5 мин.

А.А.Поляков (1956, 1958, 1960, 1961, 1966, 1975) убедительно доказал, что S.gallinarum довольно устойчива к действию химических дезинфекцирующих веществ. Он рекомендовал при тифе птиц проводить дезинфекцию птицеводческих помещений 20%-ной взвесью свежегашеной извести путем двукратной побелки с интервалам 1ч, раствором хлорной извести, содержащим 2%-активного хлора, 2%-ным растворам едкого натра, 5%-ным растворам креолина, 5%-ным растворам ксилонафта, 2%-ным растворам формальдегида или 10%-ным горячим (60-70⁰) раствором кальцинированной соды. После 3-часовой экспозиции только через час он разрешат вводить птицу в помещение. Автор указал также на применение аэрозолей химических средств, для чего рекомендует 40-35%-ный раствор формальдегида или формалин-креолиновую или ксилонафтовую смесь в соотношении 3:1, расход 25 мл на 1м³ помещения, экспозиция 6 ч.

Вопросу устойчивости возбудителя пуллороза против действия химических веществ посвящено значительно количество работ. L.Rettger (1900) сообщил, что 0,001%-ный раствор сулемы или 0,5-ный раствор карболовой кислоты убивает бактерии пуллороза в течение 5 мин, раствор перменганата калия в разведении 1:1000 - в течение 10 мин.

F.Croner (1902) для дезинфекции птичников при пуллороза предложил растворы 5%-ной карболовой кислоты, 2%-ного лизола, 3%-ного креолина при экспозиции 1 ч.

В. Садовский (1940), С.Н.Мачульский и П.С.Бутырина (1943) установили, что 3%-ный раствор креолина или карболовой кислоты, 1-ный раствор формалина убивают бактерии за несколько минут. Они рекомендуют их для дезинфекции инкубаторов.

Я.Е. Коляков (1952-1960) отметил, что агаровая культура S.pullorum, смытая физиологическим раствором, при действии 1%-ным раствором формалина, 1%-ным раствором фенола и раствором сулемы в соотношении 1:1000 обеззараживается в течение 5 мин, при действии 4%-ным раствором хлорной известии - 15 мин.

П.М.Сопиков (1953) указал, что при действии на бульонную культуру бактерий пуллороза раствором марганцовокислого калия в соотношении 1:20000 гибель микробов наступала в течение 15 мин, 1%-ным раствором формалина - 5 мин, а 5%-ным раствором карболовой кислоты - S.pullorum погибали через 30 мин.

По данным А.Д.Криночкина (1957), дезинфекцирующее действие на S.рullorum оказывает 0,1%-ный раствор щелочи в течение 160 мин, а 0,5%-ный - 75 мин.

М.В.Рево, М.Д.Жукова (1958) сообщили, что на S.pullorum губительно действие оказывают 1%-ный раствор карболовой кислоты, раствор сулемы в разведении 1:1000, 1%-ный раствор формалина в течение 0,5-5 мин, 4%-ный раствор хлорной извести - в течение 15 мин.

Проведенные нами в 1963 г. опыты в производственных условиях по дезинфекции птицеводческих помещений (деревянные, кирпичные и асфальтовые поверхности) показали, что обеззараживание их от возбудителя пуллороза достигалось: 10%-ным горячим (70-80⁰) или 15-20%-ным холодным (16-18⁰) раствором кальцинированной соды при экспозиции 3ч; 4%-ным (60-70⁰) или 5-6%-ным (16-18⁰) раствором нафтализола при экспозиции 2-3; 2%-ным (60-70⁰) или 3-5%-ным холодным растворам едкого натра при экспозиции 3ч; 0,5%-ным растворам формальдегида при экспозиции 1-2 ч; осветленным раствором хлорной извести с 3 и 5% активного хлора, 20% взвесью свежегашеной извести при экспозиции 2-3 ч; 5-6%-ной эмульсией креолина при экспозиции 3 ч.

Возбудитель паратифа. А.А.Поляков (1966) отметил, что действие химических веществ на микроорганизм зависит от его биологических особенностей, от того, где происходит взаимодействие (контакт) между микробом и химическим веществом, а также от концентрации препарата, экспозиции его применения, температуры и других факторов.

Микроорганизмы, попав на объекты внешней среды, в зависимости от дисперсной фазы, субстанции, в которой они находятся, частично остаются на поверхности, а частично по мельчайшим капиллярам и порам проникают в глубь. Следовательно, контакте с ними дефицирующих растворов весьма затруднен. T.Schmit (1958) в свей работе отметил, что бульонная культура кишечной палочки и золотистого стафилококка внедряется в толщу деревянного объекта на глубину 1,5 мм, а в гипс - на 2,8 мм.

Н.И.Остановский (1976) провел опыты по определению проницаемости кульутр салмонелл (S.typhimurium) в глубь деревянной поверхности. Он обрабатывал поверхность 0,5 мл микробной взвеси, содержащей 2 млрд. бактерий в 1 мл. Через 18 ч обнаружил проницаемость микробов на глубину 1 мм, а через 24-26 ч в более глубоких слоях.

С.Я.Любашенко и И.А.Бузанов (1940) установили, что хорошими дезинфицирующими свойствами против возбудителя S.suipestifer обладают серная и соляная кислоты, хлорная известь, креолин.

В.И.Вашков (1960) указал на бактерицидное действие хлорамина и одновременно сообщил, что при его применении необходимо учитывать рН среды (воды), так как в щелочной среде активность действия препарата снижается в 2 раза.

А.Д.Криночкин (1957) для обеззараживания поверхностей от S.enteritidis Gartneri испытывал растворы ксилонафта в 0,2% и 0,5%-ной концентрации при температуре 16-18⁰. Микробная культура обеззараживалась в течение 20-70 мин, а культура S.suipestifer - в течение 30-90 мин, S.pullorum - gallinarum - 20-80 мин.

По данным А.А.Полякова (1964), для дезинфекции объектов животноводства с успехом можно использовать хлорную известь. В концентрации 4-12 мг/л воды она приводит к гибели вегетативные формы микробных клеток. Надежно обеззараживает поверхности, загрязненные S.Gartneri 4%-ный раствор едкого натра в течение 2 ч. при расходе раствора 1 л на 1 м² площади. Также хорошо дезинфицирует 4%-ный раствор формальдегида. Почву, инфицированную вегетативной формой микробов, эти растворы обеззараживают только с поверхности, а в песчаную почву, они проникают на глубину 12 см.

И.С.Загевский (1951) предложил при паратифе утят проводить дезинфекцию поверхности яиц раствором хлорной извести, содержащей 1,5-1,75% активного хлора, 2%-ным раствором соляной кислоты, 5%-ным раствором марганцовокислого калия, 1%-ным растворам соляной кислоты, 2%-ным раствором медного купороса в течение 5 мин.

А.А.Розов (1967) рекомендовал для обеззараживания поверхности животноводческих объектов, инфицированных бактериями S.Cartneri, применять 6%-ный раствор ксилонафта и нафтализола, а для уничтожения мух на фермах добавляет 0,1 % хлорофоса (АДВ - 92%); экспозиции 1-2 ч. Можно применять однохлористый йод в 5%-ной концентрации с добавлением 0,1% хлорофоса, экспозиция 1 ч.

E.Best et al (1970) предложили подстилочный материал от сальмонелл обеззараживать без применения дезинфицирующих веществ методом подогревания до 35-75 ⁰С в течение 5 ч.

Для дезинфекции поверхности в присутствии птиц В.С.Ярных (1955, 1957, 1958), А.А.Закомырдин (1960, 1964, 1966) рекомендуют высокобактерицидные препараты: молочную кислоту, резорцин, триэтиленгликоль и эвкалиптовое масло.

Ю.И.Боченин (1968) предложил обеззараживать птицеводческие помещения, инфицированные неспоро образующей микрофлорой, формалином в виде аэрозоля. При этом необходимо учитывать влажность и температуру воздуха того объекта, где проводится аэрозольная дезинфекция.

По данным Н.В.Притулы (1967), S.typhimurium. S.pullorum погибают на бязевых тестообъектах после обработки их 2%-ным силикатом натрия через 15 мин, 2%-ным гексилрезорцином - через 15 мин, 3%-ным растворам кремнефтористого натрия - через 10 мин, 3%-ным раствором фосфорнокислого натрия - через 15 мин, 3%-ным раствором нитрита и нитрата натрия - через 20 мин.

И.Я.Беляев (1969) советует пухо-первое сырье, инфицированное возбудителями салмонеллезов, обеззараживать 3%-ным раствором однохлористого йода при температуре 18-20⁰ в течение 2 ч, 2%-ным раствором формальдегида при температуре 18-20⁰ в течение 2,5 ч, 1%-ным раствором формальдегида в смеси с 1% пасты «Веста», или 0,5% сульфатола, или 0,5% тринатрийфосфата при температуре растворов 45-50⁰ в течение 2 ч, при температуре 18-20⁰ этих же растворов в течение 3,5 ч; раствором двутретиосновной соли гипохлорита кальция, содержащим 1% активного хлора, в смеси с 1% пасты «Веста» или 0,5% сульфанола, или 0,5% тринатрийфосфата при температуре 18-20⁰ в течение 3 ч.

Д.А.Бочаров (1964) для дезинфекции в профилактических целей птицеводческих помещений предложил 2%-ный горячий (70⁰) раствор едкого натра, осветленный раствор хлорной извести (с содержанием 2% активного хлора), 2%-ную взвесь свежегашеной извести. Расход во всех случаях 1л/м² при экспозиции 1-2 ч.

T.Costaing (1971) для дезинфекции гусиных яиц рекомендовал формалин в дозе 40 мл на 1 м³, экспозиция 20-30 мин. Joseph Isobel et al (1972) испытывая различные дезинфицирующие вещества, признали лучшими 2%-ный раствор каустической соды и 2-3%-ный раствор формальдегида.

А.А.Закомырдин, Ю.И.Боченин (1974) предложили безаппаратный способ получения аэрозолей, используя смесь 15 г формалина и 15-20 г хлорной извести при экспозиции 12 ч, температура в помещении должна быть не ниже 12-19⁰, а влажность - 32-90%.

И.Н.Зыков и др. (1973) рекомендуют применять для дезинфекции помещений при сальмонеллезах раствор фенолята натрия в 4-5%-ной концентрации в течение 2 ч, расход 1 л/м².

Для обеззараживания помещений для уток, инфицированных салмонеллами, А.Ф.Меньш (1975) предлагает применять 4%-ный горячий (80⁰) раствор демпа, 2%-ный раствор формальдегида, 2-ный горячий раствор гипохлорита натрия из расчета 1л/м² при экспозиции 2 ч, а для дезинфекции шкафов инкубатора, свободных от птиц, 60 мл формалина на 1м³ камеры при экспозиции 30 мин.

9. Возбудитель паратифа её выживаемость возбудителей во внешней среде

Выживаемость возбудителя паратифа. Возбудитель паратифа обладает относительно высокой устойчивостью к воздействию факторов внешней среды по сравнению с другими неспорообразующими микроорганизмами.

И.В.Шур (1960) установил, что в комнатной пыли он остается жизнеспособным до 80 дней, в угольной золе - до 136, в навозе до 90 дней, в сухом помете - до четырех лет.

По данным Lerche (1961), в высушенном помете сальмонеллы выживали до двух лет семи месяцев. С.М.Губкин (1962) установил, что S.pullorum в помете при естественной влажности остается жизнеспособной до 86 дней, а в сухом помете - 240 дней.

И.С.Загаевский (1963) определил, что высушенном утином помете S.typhimurium сохраняется до пяти месяцев, а Н.М.Никифорова (1951) считает, что жизнеспособность ее в помете кур более 100 дней.

По данным ряда авторов, тифо - паратифозные микробы могут долгое время сохраняться в почве: от нескольких месяцев до одного года (В.Н.Космодемьянский, Н.Ф.Евтеева, 1948; В.Н.Азбелова, 1952; Е.Н.Мишустина и М.И.Перцовская, 1954; Е.М.Гурова, 1957, и др.).

По данным С.М.Губкина (1963), культуры S.Dublin выживали: в предварительно обеспложенной кипяченной воде при О⁰ в течение 34-104 дней; при 15⁰-6-86 дней; при 37⁰-3-20 дней. В необеспложенной воде при О⁰-от 26 ч 37⁰- от 24 ч до 11 дней.

П.М.Сопиков (1940) отмечает, что S.typhimurium в верхних слоях почвы выгулов в весеннее - летнее время остается жизнеспособной до трех месяцев, а в высушенных фекалиях птиц - до двух лет. О высокой устойчивости салмонелл сообщил K.Kniwallner (1958), который обнаружил возбудителя в искусственно - инфицированной траве, использовавшейся как сено через 11 месяцев после приготовления.

F.Jordon (1954) изучал жизнеспособность S.gallinarum в тушках домашней птицы, при различных условиях хранения и установил, что микроорганизмы удается изолировать из печени в течение 11 дней. А из костей - 75 дней. В костной ткани невскрытых трубов и захороненных в землю салмонеллы обнаруживались по истечению 30 дней.

В.М.Ковбасенко (1965) сообщил более низкую температурную границу (в пределах 1-3⁰), при которой возможно размножение салмонелл, а по данным Н.П.Нефедьева (1951), граница, при которой эта способность сохраняется, находится в пределах 48-50⁰С.

Ю.С.Сафаров и М.П.Курбанов (1966) установили, что S.typhimurium в стерильной водопроводной воде оставалась жизнеспособной 260-270 дней, а S.enteritidis - 230-250 дней. При этом также было отмечено, что в стерильной воде салмонеллы выживали дальше, чем в нестерильной.

Сравнительно высока жизнеспособность салмонелл в различных почвах. Экспериментально установлено, что они сохраняют жизнеспособность в почвах нескольно месяцев.

В сточных водах длительность выживания салмонелл составляла 11-23 дня, в осадке сточных вод - 180 дней, а в огнившем осадке - до 45 дней (R.Motz, 1969). Б.И.Машченко (1965) нашел, что выживаемость салмонелл в условиях Таджикистана на поверхности почвы равна 21 дню, в почве на глубине 10 см - 20-26 дням. В стерильной черноземной почве сальмонеллы сохраняются более 250 дней, в нестерильной - до 80, в песке - от 42 до 160 дней. (S.Josland, 1951). Г.И.Гурова (1967) определила, что S.typhimurium ы сырой почве под воздействием солнечного света оставалась жизнеспособной более 60 дней, а в затемненной - более года, во влажной нестерильной почве - от 75 до 135 дней, в зимний период в естественных условиях - до 4,5 - 5 месяцев, а в стерильной среде - до года.

В.П.Килесо и Е.И.Выдрина (1959) установили, что S.typhimurium погибает в физиологическом раствор при 70⁰ в течение 5 мин.

По данным D.Husseman and M.Wallace (1951), в куриной яйце обеззараживание S.typhimurium происходит при 85⁰ в течение 40 мин, а отдельные микробные клетки выживают даже при температуре 90⁰ в течение 15 мин.

В исследованиях И.С.Загаевского (1960) термолабильные салмонеллы инактивировались в жирных тушках птиц при температуре 80⁰ в течение 12 мин, а в тощих и мясе молодняка - за 10 мин. Ю.В.Притула (1967) рекомендует обеззараживать куриные тушки при 98-99⁰ в течение 40-60 мин.

М.Х.Малтугуева (1973) установила, что возбудитель салмонеллеза птиц в условиях Крайнего Севера на деревянных, цементированных и оштукатуренных поверхностях остается жизнеспособными до 252 дней, на скорлупе яиц - до 247, а в воде - до 256 дней. На спецодежде и на по поверхностях помещений в зависимости от времени года выживает от 23 до 80 дней.

По данным А.Ф.Меньш (1957), в неблагополучных по салмонеллезу утководческих хозяйствах выделены S.typhimurium, S.anatum, S.nowport, S.london.

Они выживали в грунте земляного пола в зависимости от типа почвы и сезона года в течение 125-229 дней, а вне помещения - от 98 до 257 дней, в утином помете - от 141 до 169 дней. Патогенность возбудителя в зависимости от сезона года сохранялась от 60 до 144 дней.

Как показывает анализ многочисленных литературных данных, сроки выживаемости возбудителей инфекционных болезней во внешней среде очень большие. Поэтому перед посадкой новой партии птицы помещения должны подвергаться тщательной и качественной санации. В соответствии с ветеринарными требованиями предусматриваются межцикловые профилактические перерывы в следующих системах:

при клеточном выращивание цыплят в возрасте 1-30 и 31-60 дней перерыв должен составлять 10 и 30 дней соответственно один раз в год;

при выращивании цыплят свыше 60 дней - 20 дней;

при выращивании цыплят на полу в возрасте 1-60 дней перерыв должен составлять 14 дней и 30 дней соответственно один раз в год;

при наполном содержании взрослых птиц профилактический перерыв равен 30 дням, а клеточном содержании - 20 дням.

Однако о продолжительности профилактического перерыва существуют различные мнения. Некоторые исследователи считают, что в указанные периоды (без птицы) в какой - то степени в помещении происходит самоочищение от микроорганизмов, и большинство из них исчезает. Однако такое суждение мы считаем неправильным. Возможно, в какой-то мере микробы могут погибать, но, по данным ряда авторов - М.А.Артемичева (1958), В.Г.Жарова (1962), А.А.Закокмырдина (1970) и по нашим данным - возбудители мыокаслской болезни, пастереллеза и салмонеллезов во внешней среде остаются жизнеспособными от 1,5 месяцев до одного года.

10. Материалы и метода исследований

Микроскопический метод исследования предусматривает наблюдение за живыми и убитыми микробами в окрашенном и неокрашенном состоянии.

Различают простые и сложные способы окраски. Первые основаны на применением какой - либо одной краски, например метиленовой сини или фуксина. Вторые предусматривают воздействие на один и тот же препарат двух красок. Сложные методы окраски позволяют обнаруживать в теле микробной клетки различные структурные элементы (капсулы, споры, включения); помогают дифференцировать сходные по величине и форме бактерии, принадлежащие к различным видам.

Для приготовления препарата и его микроскопического исследования необходимо иметь следующие материалы и оборудование.

1. Предметные и покровные стекла.

2. Бактериологическую петлю, пастеровские пипетки.

3. Разовую горелку или спиртовку.

4. Ванночку с подставкой (мостиком) для предметных стекал. Склянку с водопроводной водой для промывания препаратов.

5. Набор красок и реактивов для окрашивания мазков.

6. Пинцет для взятия предметных стекал.

7. Фильтровальную бумагу.

8. Микроскоп, иммерсионное масло и ветошь для протирания микроскопа.

Микроскопия микроорганизмов в окрашенном виде. Для изучения микроорганизмов в окрашенном виде на предметном стекле делают мазок, высушивают, фиксируют его и после этого окрашивают.

Приготовление мазков. Исследуемый материал распределяется тонким слоем по поверхности предметного стекла, так как в толстом мазке микробы наслаиваются друг на друга, что затрудняет определение их формы и структуры. Для приготовления тонкого мазка необходимо иметь хорошо обезжиренные стекла, на которых населенная жидкость растекается свободно, не собираясь в капельки.

На одном предметном стекле можно сделать один или несколько мазков. Рядом с каждым мазком, на той же стороне стекла, ставят номер, соответствующий исследуемому материалу.

Мазки готовят из культур микробов, из патологического материала т.е. из органов трупов.

Материал, из которого должны быть приготовлены мазки для микрокопирования, находится обычно в пробирках или чашках Петри. Пробирку с культурой микробов или патологическими материалом берут в левую руку в наклонном положении, придерживая пробирку большим и указательным пальцами так, чтобы содержимое ее было хорошо видно. Материал для исследования берут прокаленной петлей или стерильной пастеровской пипеткой, которые держат в правой руке, как писчее перо, правой же рукой открывают ватную пробку, зажимая ее между мизинцем и ладонью. Вынув пробку, даже края отверстия пробирки прожигают над пламенеем горелки, вводят в нее петлю или пипетку и набирают материал. После этого открытый конец пробирки вновь проводят через пламя и закрывают венной пробкой, проведенной через пламя. Взятый материал наносят на предметное стекло.

Чашку Петри при взятии из нее микробной культуры берут в левую руку. Дно чашки, расположенное на ладони, придерживают III, IV, и V пальцами, а большим и указательным пальцами приподнимают крышку так, чтобы через образующуюся щель между дном и крышкой чашки можно было ввести петлю. После взятия материала и приготовления мазка петлю прожигают на огне, а пастеровскую пипетку опускают в дезинфицирующий раствор.

1. Приготовление мазка из культур с плотный питательных сред. На середину чистого, хорошо обезжиренного стекла наносят каплю водопроводной воды, в нее вносят бактериальную петлю с небольшим количеством исследуемой микробной культуры так, чтобы капля жидкости стала туры слегка мутноватой. После этого излишек микробного материала на петле сжигаются в пламени горелки и приступают к приготовлению мазка.

2. Приготовление мазков из органов тканей. При исследовании органа, имеющего рыхлую обеззараживания прижигают на каленными браншами пинцета, делают по этому месту надрез и из глубины остроконечными ножницами вырезают небольшой кусочек ткани, который помещают между двумя предметными стеклами. Далее поступают так же, как при приготовлении мазка из гноя и мокроты. Есл ткань органа плотная, то из глубины разреза делают скальпелем соскоб. Полученный при соскабливании материал распределяют тонким слоем по поверхности стекла скальпелем или бактериальной петлей.

Для изучения взаимного расположения элементов ткани и находящихся

в ней микроорганизмов делают мазки отпечатки. Для этого вырезанный из середины органа небольшой кусочек прикладывают поверхностно среза к предметному стеклу несколько раз последовательно, получая таким образом ряд мазков-отпечатков.

Высушивание и фиксирование мазков. Приготовленный на предметном стекле мазок высушивают на воздухе. При фиксировании мазок закрепляется на поверхности предметного стекла и поэтому при последующей окраске препарата микробные клетки не смываются. Кроме того, убитые микробные клетки окрашиваются лучше, чем живы.

Различают физический способ фиксации, в основу которого положено воздействие высокой температуры на микробную клетку, и химические способы, предусматривающие коагуляцию белков цитоплазмы.

Под действием жара тел микробных клеток уменьшаются в размере, повреждаются жгутики, происходят глубокие изменения в цитоплазме. Поэтому при изучении строения бактериальной клетки прибегают к химическим способам фиксации.

Физический способ фиксации. Предметное стекло с препаратам берут с пинцетом или большим и указательным пальцами правой руки за ребра мазком кверху и плавным движением проводят 2-3 раза над верхней частью пламени горелки. Весь процесс фиксации должен занимать не более 5-6 секунд; непосредственному воздействию огня мазок подвергается не более 2 секунд. При более длительном подогревании мазка цитоплазма микробных клеток претерпевает глубокие изменения и утрачивает способность окрашиваться. Надежность фиксации проверяют следующим простым приемом: свободную от мазка поверхность предметного стекла прикладывают к тыльной поверхности левой кисти. При правильном фиксировании мазка стекло должно быть горячим, но не вызывать ощущения ожога.

Химический способ фиксации. Для фиксации мазков применяют следующее химические вещества и соединения.

№	Фиксирующее вещество	Время фиксации в минутах
1	Безводный метиловой спирт	5
2	Этиловой (винный) спирт 950	10-15

Для фиксации предметное стекло с высушенным мазкам погружают в склянку с фиксирующим веществом и затем высушивают на воздух.

Техника окраски мазков. Для окраски мазков пользуются растворами красок или красящей бумагой, предложенной А.Синевым. Простота приготовления, удобство применения, а также возможность хранения красящих бумаг в течение неограниченно долгого времени явились основанием для широкого их использования при различных способах окраски.

Рецепты приготовления красок и реактивов, необходимых для окрашивания бактериальных препаратов.

Принцип приготовления насыщенных спиртовых растворов красок. В основе рецептов приготовления многих красящих растворов лежит применение насыщенных спиртовых растворов красок, изготовление которых очень просто и в принципе одинаково для всех красителей.

Порошки красок в количествах, указанных ниже конкретно для каждого красителя, высыпают во флаконы, замывают спиртом, и ставят на 18-24 часа в термостат при 37⁰, периодически взбалтывая. В течение указанного времени значительная часть краски растворяется и на дне флакона остается мышь небольшой осадок, свидетельствующий о насыщении раствора.

Насыщенные растворы могут хранится долгое время во флаконах из темного стекла.

Принцип изготовления спирто - водных красок. Спирто-водные растворы красок готовят их насыщенных спиртовых растворов. Для этого насыщенный спиртовой раствор краски смешивают в различных соотношениях (в зависимости от красителя) с дистиллированной водой.

Кристалл виолет

Кристалл виолет - насыщенный спиртовой раствор

Кристалвиолет 10,0

Спирт этиловый 100,0

Вместо кристалвиолета можно пользоваться красками генциан - или метилволета.

Кристалвиолет - спирто - водный раствора

1 мл. насыщенного спиртового раствора разбавляют 10 мл дистиллированной воды.

Кристалвиолет - карболовый раствор.

Кристалвиолет 1г.

Карболовая кислота кристаллическая 2

Спирт 96⁰ 20мл.

Вода дистиллированная 100 мл.

Карболовый раствор кристалл (генциан или метил) - виолета готовят аналогично первой прописи карболового раствора фуксина Циля или следующим образом: смешивают 10 мл насыщенного спиртового раствора краски со 100 мл карболовой кислоты; полученную смесь тщательно взбалтывают и фильтруют через бумажный фильтр. Растворы кристалл (метил, генциан) - виолета нестойкие, поэтому их приготовление в большом количестве с расчетом на длительное хранение не рекомендуется.

Фуксин

Фуксин - насыщенный спиртовой раствор.

Основной фуксин 8-9г.

Спирт этиловый 96⁰ 100мл.

Фуксин - спирто- водный раствор

1 мл насыщенного спиртового раствора фуксина разбавляют 10 мл дистиллированной воды.

Фуксин Циля - карболовый.

Основной фуксин в порошке 1г.

Карболовая кислота кристаллическая 5

Глицерин 0,5 мл

Спирт 96⁰ 10

Вода дистиллированная 100

Метиленовая синь

Насыщенный спиртовой раствор метиленовой сини

Метиленовая синь 8-9 г.

Спирт этиловый 96⁰ 100

Метиленовая синь - спирто - водный раствор

1 мл насыщенного спиртового раствора метиленовой сини разбавляют 30 мл дистиллированной воды.

Метиленовая синь (Леффлера)

Насыщенный спиртовой раствор метиленовой сини 30 мл.

Дистиллированная вода 100

Едкое кали 1% 1

Насыщенный раствор метиленовой сини фильтруют через бумажный фильтр, прибавляют к нему едкое кали и разбавляют дистиллированной водой. Приготовленный таким образом раствор краски может храниться во флаконе в течение длительного времени, не изменяя свойств.

Краска Романовского - Гимзы

Краска Романовского - Гимзы представляет собой смесь красителей: азура (органической краски, получаемой из метиленовой сини), эозина и метиленовой сини. В растворенном виде краска имеет фиолетово - синий цвет.

Окраска мазков растворами красок. На высушенный и фиксированный препарат наносят пипеткой краску в таком количестве, чтобы она покрывала весь мазок. При окраске мазков концентрированными растворами красок (карболовым фуксином Циля, карболовым генциан - или кристалвиолетом) окрашивание производят через фильтровальную бумагу, задерживающую части краски: на фиксированный мазок кладут полоску фильтровальной бумаги и на нее наливают раствор краски.

Окраска мазков красящей бумагой. На высушенный и фиксированный препарат наносят несколько капель воды, кладут окрашенные бумажки, нарезанные заранее прямоугольниками величиной 2х2 см. В течение всего времени прокрашивания бумага должна оставаться влажно и плотной прилегать к поверхности стекла. При избытке воды между мазком и красящей бумагой (бумага «плавает») окрашивания микробных клеток не происходит вследствие недостаточной концентрации красящего вещества в воде. При подсыпании бумагу дополнительно смачивают водой. Продолжительность окрашивания мазка определяется методом окраски. По окончании окраски бумагу осторожно снимают пинцетом, а мазок промывают водопроводной водой и подсушивают на воздухе или фильтровальной бумагой.

Простая окраска

При простых способах окраски применяется какая-нибудь одна краска: метиленовая синяя или спирто-водный раствор фуксина. Время окраски препарата зависит от красящего вещества: спирто-водным растворам фуксина красят 1-2 минуты, метиленовой синий -3-5 минут. Окрашенные препараты промывают водопроводной водой, подсушивают на воздухе или осторожно промокают фильтровальной бумагой и микроскопируют с иммерсионной системой.

Простыми способами окраски пользуются для обнаружения в микроскопируемом материале микробов, определения их количества, формы и расположения. Препараты, содержащие, кроме бактерий, тканевые и клеточные элементы, лучше красить метиленовой синей, которая окрашивает фон препарата значительно слабее, чем тела микробных клеток.

Сложные дифференциальные методы окраски

При сложны способ окраски на мазок воздействуют двумя красящими веществами, из которых одна краска является основной, а вторая - дополнительной. Кроме красящий веществ, при сложных способах окраски применяют различные обеспечивающие вещества: спирт, кислоты и.т.д.

Окраска по методу Грамма

Особенностью окраски по методу Грамма является неодинаковое отношение различных микробов к красителем трифенилметановой группы: генциан виолету, метилвиолету, кристалвиолету.

Микробы, входящие в группу грамположительны, например стафилококки, дают прочное соединение с указанными красителями и йодом. Окрашенные микробы не обесцвечиваются при воздействии на них спиртом вследствие чего при дополнительной окраске фуксином грамположительные микробы не изменяют первоначально принятый фиолетовый цвет. Грамотрицательные микроорганизмы: гонококки, мекингококки, возбудители кишечных заболеваний и др. Образуют в генциан -, кристалл - или метилвиолетом и йодом легко разрушающееся под действием спирта соединение, в результате чего они обесцвечиваются и затем окрашиваются фуксином, приобретая красный цвет.

Отношение микроорганизмов к окрашиванию по Грамму имеет большое диагностическое значение.

Окраска по Грамму производится следующим образом.

1. На мазок, фиксированный на огне, кладут фильтровальную бумагу и наливают избыток основного красителя-карболового кристалвиолета. Покрашивание делится 1-2 минуты.

2. Снимают бумагу, сливают избыток краски и, не промывая препарата водой, наливают раствор Люголя на 1-2 минуты до почернения препарата.

3. Раствор Люголя сливают. Предметное стекло для обесцвечивания мазка погружают повторно в стаканчик со спиртом. Процесс обесцвечивания считается завершенным, когда от мазка перестают отделяться окрашенные в фиолетовый цвет струйки жидкости.

4. Препарат тщательно промывают водопроводной водой.

5. Докрашивают спирто-водным раствором фуксина в 2 течение 2 минут.

6. Промывают водой, высушивают, микроскопируют.

Результаты окраски: грамположительные бактерии окрашиваются

основной краской в темно-фиолетовый цвет, грамотрицательную окраску, приобретают ярко-малиновый цвет.

Окраска по Романовскому-Гимзе

Краска Романовского-Гимзы состоит из смеси азура, эозина и метиленовой сини. Непосредственно перед употреблением к 10 мл дистиллированной воды нейтральной или слабо щелочной реакции (рН 7,0-7,2) прибавляют 10 капель продажной краски Романовского-Гимзы. Приготовленный раствор краски тот час же наливают (стекло) на фиксированный мазок или, что лучше, предметное стекло с окрашиваемым препаратом погружают в стаканчик с краской. Через 1 час краску сливают, препарат промывают водой и высушивают на воздухе.

Краска Романовского-Гимзы, имеющая в растворе сине-фиолетовый цвет, окрашивает цитоплазму форменных элементов ткани в голубовато-синий цвет, а ядро клеток, так же как и микробные тела, в фиолетово-красный.

Патогенные свойства возбудителя паратифа.

Морфологические свойства культур изучали на окрашенных мазках, сделанных с внутренних органов цыплят, а также с выделенных колоний микробов. Окрашивали по Грамму. Находили палочки с закругленными концами одиночными, реже парными. В висячной капле подвижные.

Как видно из таблицы все 6 культур с образованием кислоты и газа ферментировали глюкозу и манит, с образованием кислоты - арабинозу, мальтозу, сорбит, ксилозу, дульцит; 4 культуры ресщеплями инозит с образованием кислоты; культуры не сбраживали лакзоту, раффинозу, сахарозу, левулезу, галактозу. Молоко не свертывали, индол не образовывали. Сероводород образовывали только 5 культур из 6. Следовательно, выделенные культуры по биохимическим свойствам относились к сальмонеллам групп В.

Для определения патогенных свойств возбудителя паратифа птиц мы брали только 6 культур. S.typhimurium.

Заражающую дозу проверяли на цыплятах разного возраста. Для этого, как и в предыдущих опытах, было взято 10 цыплят и 3 кур, которых заражали внутримышечно по 0,2-0,5 мл. суточной агаровой микробной взвести. Одновременно аналогичный опыт проводили на белых мышах. За зараженными птицами и мышами наблюдали 15 дней. (табл).

Культура S.typhimurium, введенная цыплятами при разных количествах микробных тел, оказалось более слабой. Смертельная доза для цыплят равнялась 1-3 мирд. Микробных тел. Цыплята 9-дневного возраста погибали после введения им до 200 млн. микробных тел S.typhimurium. Среди цыплят 1-6-суточного возраста культура в дозе 5-10 млн. микробных тел вызывала частичную гибель. Поли только 2 курицы на 12-13 день после введения им 15 млрд. микробных тел.

Патогенность возбудителя паратифа для цыплят разного возраста и кур

Содержание микробных тел в 1 мл.	Возраст цыплят, сутки	Коли-чество	На какие сутки пали	Количество оставшихся жывими	Падеж, %
5 млн	1	3	3	4	20
10 млн	6	3	5	4	20
50 млн	9	3	8	3	40
100 млн	12	3	5-12	2	60
200 млн	15	3	7-14	2	60
1 млрд.	20	-	4-12	1	80
2 млрд.	30	3	4-10	-	100
3 млрд.	40	-	5-8	-	100
4 млрд.	50	-	-	-	40
15 млрд.	Куры 3 6м-цев	3	12-13	1	60,3

Распространенность, потери птицы от пастереллеза и салмонеллезов с Среднеазиатских республиках изучали по отчетности и статистическим данным, полученным в отдельных птицеводческих хозяйствах и на птицефабриках системы Узптицепрома.

В осаде научно - исследовательской работы (2010-2012 гг.) нами всего было выделено 182 культуры возбудителей, в том числе пастереллеза 58, пуллорозу - тифа 103 и паратифа 21 от больной птицы из 94 общественных и личных хозяйств.

В лабораторных опытах использовали более 800 эмбрионов, 933 цыплят разного возраста и 400 кур-несушек, 150 голубей, 25 морских свинок, 85 кроликов, свыше 1000 белых мышей.

Культурально - морфологические и биохимические свойства культур пастерелл и салмонелл определяли по методикам Ф.Кафмана (1941), Г.Я.Синая (1949), Д.Берджи (1980), а патогенные свойства возбудителей - путем биопробы, сравнивали с данными М.Т.Прокофьевой (1956) и Е.М.Каживникова (1974).

Первичным материалом для выделения возбудителя пуллороза - тифа птиц послужил патологический материал от павшей птицы, поступившей 8/IV - 71 г. в лабораторию по изучению болезней птиц.

На основании результатов эпизоотологических, клинических, патологоанатомических, микробиологических, биологических и серологических исследований был установлен пуллороз - тиф пицц. В этом хозяйстве приобрели 24 птицы: 21 курицу и 3 петуха, из них 12 больных, реагировавших по ККРА, и 12 здоровых. Всех птиц содержали совместно в лабораторных условиях института. Кормили птицам комбикормом. Их окольцевали и исследовали через 10-20 дней после поступления.

Бактериологичеки исследовали экскременты, взятые из клоак каждой птицы при помощи стерильных палочек и ватных тампонов. Пробы помещали в пробирки с 10 мл. Стерильного физиологического раствора. После тщательного отмывания тампонов в физрастворе, последний цетрифигировали при 4000 об/мин в течение 15 мин. Затем часть назосадочной жидкости и делали посевы на среды Кауфмана и Киллиана чашки с указанен) по одной прбирки и на элективные среды Плоскирева и Эндо - по две чашки каждой пробы. Посевы помещали в термостат при температуре 37⁰_.

Посевы на плотных средах выдерживали в термостате 48ч. Через 24ч. делали дробные перевесы со среды Кауфмана и Киллмана на чашки с указанными плотными элективными средами, результаты которых также учитывали через 48ч.

Достоверность выделенных колоний подтверждали постановкой РА на предметном стекле с монорецепторной О - антигенной сывороткой с рецепторной 9. Готовили и окрашивали мазки, просматривали висячие капли и заражали белых мышей.

Проводили серологические исследования крови, взятой из гребешка кур-микробоносителей, смешивая ее с тифо - пуллорозным цветным антигеном.

Павших птиц вскрывали, изучали патолоанатомические именения и проводили высевы из внутренних органов на питательные среды. (МПБ, МПА, Кауфмана, Плоскирева, Эндо). Изучали культурально-морфологические и патогенные свойства культур.

Подопытных птиц в течение 1971-1973 гг. Исследовали 46 раз. Чтобы выяснить возможность контактного инфицирования, к птицам - микробоносителям были подсажены 9 здоровых кур и 5 петухов 6-месячного возраста. У птиц - микробоносителей определели яйценоскость, выводимость и сохранность потомства (первая генерация). Определяли развитие молодняка путем ежемесячного вывешивания до 5-меячного возраста.

Потомство птиц-микробоносителей (первая генерация) в период 1972-1973 гг. также подвергали 25-кратному исследованию. В опытах находилось до 18 птиц. У них определяли яйценоскость, выводимость и сохранность до 5-месячного возраста. Определяли развитие молодняка второй генерации путем ежемесячного взвешивания.

Птиц - микробоносителей второй генерации исследовали 22 раза. Определяли их продуктивность. В опыте находилось 22 птицы. Одновременно с подопытными птицами - микрабоносителями под наблюдением находились здоровые (контрольные) птицы. Их также исследовали: определяли яйценоскость, выводимость, сохранность и развитие.

У микробоносителей и здоровых птиц изучали морфологию крови по методике А.А. Кудрявцева (1974), а биохимические показатели ее (содержание общего белка, активность аминотрансферазы АСТ и (1957), и В.С. Асатиани (1965).

Исследовали морфологические изменения в органах птиц. Кусочки патологического материала фиксировали в 10-12%-ном нейтральном растворе формалина и частично в 96⁰ этиловом спирте. Уплотненные кусочки заливали парафином и целлоидином. Затем делали срезы на замороживающем микротаме. Срезы окрашивали гематоксилинэозином, на жир - суданом III, на гемосидерин - по Перлсу и на слизь - муцикорлином.

Факторы передачи и выживаемости возбудителей болезней изучали по методике ВНИИВС (1959). Для опытов использовали штаммы пастерелл 711,712,715, полученные во ВГНКИ, и штаммы, выделенные нами от птиц Бухарской (1965), Галя-аральской (1972-1976) птицефабрик, в колхозе им. Навои Ургутского района Самаркандской области (1972).

Кроме того, в опытах использовали паспортизированные штаммы возбудителя тифа птиц №№9585, 7979, 791, которые получили во ВГНКИ веет. препаратов (1962).

Штаммы пуллороза №№941 и «Ставрополь» также получены во ВГНКИ веет.препаратов.

Штаммы паратифа №№415,264 и «Индейка 1» получены во ВГНКИ вет.препаратов, другие выделены от цыплят и утят Самаркандской и цыплят Ката Курганской бройлерной птицефабрик (1975-1977).

Для обсеменения объектов применяли суспензию, приготовленную из 2-суточных агаровых культур указанных штаммов. Учитывая, что в естественных условиях место нахождения возбудителя во внешней загрязнятся пометам, пухом, пером и пылью, которые в определенной степени предохраняют его от воздействия неблагоприятных факторов, искусственно создавали аналогические условия. Бром 0,3г. нестерильного птичьего помета, смешивали с 1 мл взвеси культуры, содержащей 1 млрд. Микробных тел, и равномерно распределяли на 100 мс² площади исследуемого объекта.

Объектами, на которых изучали выживаемость микробов, были доски, кирпичи, асфальт, глинобитный пол, зерно, пух-перо, комбикорм, яйца, вода, почва, железо, хлопчатобумажная ткань, трупы птиц и некоторые другие.

Обсемененные тестообъект размещали в помещении и во дворе. Через определенное время (5-10 суток) с поверхности тесто-объктов браме соскоб и поверхность протирали ватно-марлевым тампоном. Пробы тщательно измельчали в ступке, разводили физиологическим раствором и сливали в центрифужную пробирку, после чего центрифугировали при 4000 об/мин в течение 30 мин. Непосадочную жидкость сливали. Остающиеся 1-1,5 мл жидкости тщательно перемешивали с осадком и высевали на агаровую среду в 2 чашки Петри и в пробирки с месопептонным бульоном Хоттингера. Посевы выдерживали в термостате 48ч. при температуре 37⁰. Результаты учитывали по характерным свойствам колоний пастерелл под малым увеличением микроскопы. Из подозрительных колоний делали мазки, которые окрашивали по Романовскому - Гимза, также исследовали висячую каплю, под геммерскией. Если культуру пастерелл не выделяли, то делали пересевы на агар Хоттингера в чашки Петри и в бульон, которые ставили в термостат для дальнейшего выращивания. В необходимых случаях ставили биопробу на белых мышак.

Патологический материал высевали на среды Кауфмана, Киллиана и на элективные среды Плоскирева и Эндо.

Достоверность выделенных колоний салмонелл подтверждали поставкой реакции агглютинации (РА) с моноперецепторной О-антигенной сывороткой с рецептором 9 или Н-антигенной сывороткой. Готовили и окрашивали мазки, просматривали висячие капли и заражали белых мышей.

При проведенным опытов учитывали температуру и относительную влажность воздуха. Исследования продолжали до 3-кратного отрицательного результата.

Испытание средств и разработку методов влажной дезинфекции птичников проводили на основании инструкции по проведению дезинфекции, дезинвации и дератизации.

И контроль качества дезинфекции А.А.Поляков, В.С.Ярных, Е.С.Цой, А.А.Розов (1974). Контроль качества аэрозольной дезинфекции осуществляли по методике А.А.Закомырдина и Ю.И.Боченина (1970).

Дисперсность аэрозоля (массовый медианный диаметр частиц аэрозоля) определяли по методу В.С.Ярных (1972).

При изучении физического метода дезинфекции температуру поверхности объектов измеряли по методу, описанному В.П.Преображенским (1978), с помощью милливольтметра МР-64-02 и потенциометра УПИП-60М.

Действие некоторых химических веществ на дыхание салмонелл и пастерелл исследовали на аппарате Варбурга, используя методику, применению Г.М.Боьяном и Г.Н.Малйоновой (1961). Действие дезинфицирующих веществ на ультраструктуру бактерий определяли по методика А.В.Кумиковского (1976).

Для биотермического обеззараживания куриного помета от пастерелл использовали ранее разработанную наши методику (1962).

Все цифровые данные, полученные в экспериментах, обработывали по И.П.Ашмарину и др. (1975). Объем выполненных исследований и некоторые частные методики приведены в последующих главах.