Роль світлозбирального комплексу в адаптації вищих рослин до умов освітлення

Размещено на http://www.allbest.ru/

Размещено на http://www.allbest.ru/

КИЇВСЬКИЙ НАЦІОНАЛЬНИЙ УНІВЕРСИТЕТ

імені ТАРАСА ШЕВЧЕНКА

УДК 577.342/344;57.052

РОЛЬ СВІТЛОЗБИРАЛЬНОГО КОМПЛЕКСУ В АДАПТАЦІЇ ВИЩИХ РОСЛИН ДО УМОВ ОСВІТЛЕННЯ

03.00.04 - біохімія

АВТОРЕФЕРАТ

дисертації на здобуття наукового ступеня кандидата біологічних наук

ТОПЧІЙ Наталія Миколаївна

Київ - 2006

Дисертацією є рукопис

Робота виконана у відділі мембранології та фітохімії Інституту ботаніки

ім. М.Г. Холодного НАН України

Науковий керівник: кандидат хімічних наук,

Золотарьова Олена Костянтинівна,

Інститут ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України,

завідувач відділу мембранології та фітохімії

Офіційні опоненти:доктор біологічних наук,

старший науковий співробітник

Палладіна Тетяна Олександрівна,

Інститут ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України,

провідний науковий співробітник

відділу клітинної біології та анатомії

доктор біологічних наук,

старший науковий співробітник

Шадчина Тамара Михайлівна,

Інститут фізіології рослин і генетики НАН України,

завідувач відділу фізіології та екології фотосинтезу

Провідна установа: Інститут біоорганічної хімії і нафтохімії НАН України, м. Київ

Захист відбудеться “14” червня 2006 р. о 12⁰⁰ годині на засіданні спеціалізованої вченої ради Д 26.001.24. Київського національного університету імені Тараса Шевченка за адресою: м. Київ, пр-т Глушкова, 2, корп. 12, біологічний факультет, ауд. 434.

Поштова адреса: 01033, м. Київ, вул. Володимирська, 64, Київський національний університет імені Тараса Шевченка, біологічний факультет, спеціалізована вчена рада Д 26.001.24.

З дисертацією можна ознайомитись у бібліотеці Київського національного університету імені Тараса Шевченка за адресою: м. Київ, вул. Володимирська, 58.

Автореферат розісланий “11” травня 2006 р.

Учений секретар

спеціалізованої вченої ради Т.Р. Андрійчук

АНОТАЦІЯ

Топчій Н.М. Роль світлозбирального комплексу в адаптації вищих рослин до умов освітлення. - Рукопис.

Дисертація на здобуття наукового ступеня кандидата біологічних наук за спеціальністю 03.00.04 - біохімія. - Київський національний університет імені Тараса Шевченка, Київ, 2006. Дисертація присвячена з'ясуванню особливостей організації світлозбирального хлорофіл а/b білкового комплексу (СЗКII) та функціональних характеристик фотосинтетичного апарату (ФСА) рослин гороху посівного (Pisum sativum L.) при адаптації рослин до змін спектрального складу світла. Встановлено, що додавання червоного випромінювання світлодіодів L-53SRC-F (_макс = 660 нм) вузького спектрального діапазону (? = 20 нм) до фонового освітлення люмінесцентних ламп різної інтенсивності призводить до: підвищення вмісту пігментів (хлорофілів а, b і каротиноїдів) в листках; швидкості фотохімічних реакцій в ізольованих хлоропластах; стабільності олігомерних форм СЗКII та найближчого до реакційного центру фотосистеми II (ФСII) світлозбирального пігмент-білкового комплексу; ефективності функціонування ФСА, що підтверджується зростанням квантового виходу фотохімічних реакцій ФСII та електронного транспорту, рівня окисненості пулу первинних акцепторів хінонової природи Q_А; інтенсивності переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” та зниження кількості Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII. Нижчий рівень нефотохімічного гасіння флуоресценції хлорофілу листків гороху, вирощеного за умов збільшення частки червоного світла, узгоджується із виявленими змінами в організації СЗКІІ, більшою стабільністю його олігомерної структури.

Ключові слова: фотосинтетичний апарат, світлозбиральний хлорофіл а/b білковий комплекс, пігмент-білкові комплекси, фотохімічні реакції, флуоресценція, світлодіоди, спектральний склад.

АННОТАЦИЯ

Топчий Н.Н. Роль светособирающего комплекса в адаптации высших растений к условиям освещения. - Рукопись.

Диссертация на соискание научной степени кандидата биологических наук по специальности 03.00.04 - биохимия. - Киевский национальный университет имени Тараса Шевченко, Киев, 2006.

Диссертация посвящена выяснению особенностей организации светособирающего хлорофилл а/b белкового комплекса (ССКII) тилакоидных мембран и функциональных характеристик фотосинтетического аппарата (ФСА) растений гороха (Pisum sativum L.) при их адаптации к вариациям спектрального состава света.

Объектами исследования были двухнедельные растения гороха посевного (Pisum sativum L.), выращенные на среде Кноппа при температуре 20-22⁰С и фотопериоде 14 часов под люминесцентными лампами ЛБ-40 при плотности потока фотонов 45, 60 и 310 мкмоль·м^-2·с^-1. К фоновому освещению люминесцентных ламп добавляли красное излучение светодиодов (L-53SRC-F, _макс = 660 нм, ? = 20 нм, Kingbright, Германия). Плотность потока фотонов составляла 15 и 45 мкмоль·м^-2·с^-1.

Установлено, что добавление красного излучения светодиодов узкого спектрального диапазона к фоновому освещению разной интенсивности приводит к повышению содержания пигментов (хлорофиллов а, b и каротиноидов) в листьях, что может быть следствием увеличения количества хлоропластов или тилакоидных мембран. Показано, что скорость разобщенного электронного транспорта была выше в хлоропластах, изолированных из растений, выращенных при увеличении доли красного света в спектре ФАР.

Исследования организации пигмент-белковых комплексов тилакоидных мембран методом неденатурирующего ДДС-Na-электрофореза показали, что усиление красной компоненты общего светопотока на 15%, 3,3% и 35% приводит к возрастанию стабильности олигомерных форм ССКII фотосистемы II (ФСII), что способствует более эффективной утилизации световой энергии. При этом, большая стабильность ССКII растений может быть обусловлена повышением прочности связывания мономеров в тримере.

Методом индукции флуоресценции хлорофилла установлено, что квантовый выход фотохимических реакций ФСII и электронного транспорта, уровень фотохимического тушения флуоресценции хлорофилла возрастали в листьях, выращенных при увеличении доли красного света, что свидетельствует о более эффективном функционировании ФСА растений. Анализ флуоресцентных параметров показал большую резистентность этих листьев к фотоингибированию по сравнению с контролем. Усиление красной составляющей спектра при выращивании приводило к изменениям других характеристик ФСА, в частности, к снижению уровня нефотохимического тушения флуоресценции хлорофилла, что согласуется с полученными изменениями в организации СЗКІІ, большей стабильностью его олигомерной структуры.

Интенсивность перехода ФСА из “Состояния 1” в “Состояние 2” была большей в листьях растений, выращенных при добавлении красного излучения светодиодов. Это свидетельствует о более эффективном перераспределении энергии возбуждения между ФСІІ и ФСІ. Кроме того, количество Q_B-невосстанавливающих комплексов ФСII в листьях опытных растений снижалось, что может быть связано как с большей скоростью репарации комплексов ФСІІ, так и лучшей сбалансированностью освещения, что снижало вероятность дезактивации центров ФСІІ

Ключевые слова: фотосинтетический аппарат, светособирающий хлорофилл а/b белковый комплекс, пигмент-белковые комплексы, фотохимические реакции, флуоресценция, светодиоды, спектральный состав.

SUMMARY

Topchiy N.M. Role of the light harvesting complex in adaptation of higher plants to light conditions. - Manuscript.

Dissertation for the PhD degree in speciality of 03.00.04 - biochemistry. - National Taras Shevchenko University of Kyiv, Kyiv, 2006.

The dissertation is dedicated to the study of light-harvesting chlorophyll а/b protein complex organization and functional characteristics of photosynthetic apparatus of pea plants (Pisum sativum L) under adaptation to changes of spectral light composition.

It was shown, that the addition of narrow spectrum red light-emitting diodes L-53SRC-F (_max = 660 nm, = 20 nm) to the background light of luminescent lamps of different intensities, results to: increase in pigment content (chlorophyll а, b and carotenoids) of leaves; photochemical reaction rate of chloroplasts; stability of the oligomeric light-harvesting chlorophyll а/b protein complex (LHCII) and pigment-protein complexes of the proximal antenna of photosystem II (PSII); efficiency of photosynthetic apparatus functioning, that is confirmed by enhance in the quantum yield of photochemical reactions of PSII and electron transport, level of photochemical quenching of chlorophyll fluorescence; degree of state transition; decrease the amount of Q_B-nonreduced PSII complexes. The lower level of non-photochemical quenching of chlorophyll fluorescence of pea leaves, grown at red-enriched white light, is agree with found changes in LHCІІ organization, higher stability of its oligomeric structure.

Key words: photosynthetic apparatus, light-harvesting chlorophyll а/b protein complex, pigment-protein complexes, photochemical reactions, fluorescence, light-emitting diodes, spectral composition.

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ

Актуальність теми. Фотосинтез - важливий природний процес трансформації світлової енергії в високоенергетичні сполуки ATФ і НАДФH, що забезпечують фіксацію СО₂ у циклі Кальвіна і синтез вуглеводів. Первинні процеси фотосинтезу відбуваються в системі тилакоїдних мембран хлоропластів у процесі редокс-перетворень компонентів електрон-транспортного ланцюга. Тилакоїдні мембрани містять п'ять типів білкових комплексів: фотосистему I (ФСI), фотосистему II (ФСII), їх світлозбиральні комплекси, комплекси цитохрому b₆/f і протонної АТФ-синтази (CF₀-CF₁). Значний внесок у дослідження структури і функцій фотосинтетичного апарату (ФСА) було зроблено українськими вченими, зокрема Л.К. Островською (Островська, 1975, 1982).

Основною функцією світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу (СЗКII) є поглинання квантів розсіяного світла та міграція енергії електронного збудження до реакційного центру ФСII. Крім того, СЗКII забезпечує стекінг тилакоїдних мембран і відіграє важливу роль в регуляції світлової стадії фотосинтезу, здійснюючи безпечну дисипацію надлишку світлової енергії та забезпечуючи рівномірну швидкість збудження ФСI і ФСII в умовах незбалансованого світлового потоку. Відомо, що варіації інтенсивності фотосинте-тично активної радіації (ФАР) викликають зміни вмісту СЗКII (Leong et al., 1984), впливають на функціонування важливих регуляторних механізмів: дисипації надлишкової енергії (Horton et al., 1999) та переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”, молекулярною основою якого є фосфорилювання та дефосфорилювання білків СЗКII (Hodges et al., 1983).

Дослідження впливу спектрального складу світла на ФСА, зокрема на перебіг морфогенетичних та метаболічних процесів, стосуються, переважним чином, ефектів монохроматичного світла (Воскресенская, 1965, Тихомиров та ін., 1991). Проте, вплив різного співвідношення спектральних ділянок ФАР на організацію і функціональні характеристики ФСА залишається мало дослідженим. Існують відомості, що домінування червоного випромінювання у спектрі ФАР викликає зміни морфометричних показників, вмісту пігментів, фотохімічної активності хлоропластів та активності ферментів циклу Кальвіна (Астафурова та ін., 2001). Однак, участь СЗКII в реалізації механізмів регуляції світлової стадії фотосинтезу за умов збільшення частки червоної складової спектру ФАР залишається нез'ясованою.

З'ясування залежності організації СЗКII та функціональної відповіді ФСА від спектрального складу світла є фундаментальною проблемою, актуальність якої зумовлена необхідністю пояснення механізмів адаптації рослинних організмів до різних світлових умов. Її практичний аспект полягає у можливості оптимізації умов вирощування рослин у закритому ґрунті за допомогою світлодіодів, які забезпечують концентрований вплив в областях максимального поглинання пігментних систем.

Зв'язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дисертаційна робота виконувалась у відповідності з планами фундаментальних науково-дослідних робіт відділу мембранології та фітохімії Інституту ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України: “Особливості еволюційного становлення систем світлозбору та синтезу АТФ у фотосинтезуючих організмів” (1997-2001 р.р., № д/р 0198U003791), “Фотосинтетичний апарат світлолюбних і тіньолюбних рослин при різних умовах освітлення” (2002-2006 р.р., № д/р 0103U000359).

Мета та завдання дослідження. Метою роботи було з'ясування особливостей організації світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу та функціональних характеристик фотосинтетичного апарату гороху посівного (Pisum sativum L.) при адаптації рослин до змін спектрального складу світла.

У завдання роботи входило порівняння характеристик фотосинтетичного апарату рослин, які росли при освітленні люмінесцентними лампами різної інтенсивності та за умов збільшення частки червоної складової їх спектру, а саме:

пігментного складу листків та швидкості фотохімічних реакцій в ізольованих хлоропластах;

вмісту та співвідношення пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран;

параметрів індукцій флуоресценції хлорофілу листків;

гетерогенності акцепторної сторони ФСII;

інтенсивності переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”

Об'єкт дослідження: функціонування фотосинтетичного апарату за умов зміненого спектрального складу світла.

Предмет дослідження: організація світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу тилакоїдних мембран, функціональний стан фотосинтетичного апарату за умов зміненого спектрального складу світла.

Методи дослідження: потенціометричний, спектрофотометричний, електрофо-ретичний та флуоресцентний.

Наукова новизна одержаних результатів. В даній роботі вперше проведено комплексне порівняльне дослідження організації СЗКII та функціонального стану ФСА рослин, вирощених за умов зміненого спектрального складу світла люмінесцентних ламп в червоній області. Вперше показано, що додавання червоного випромінювання світлодіодів вузького спектрального діапазону (_макс = 660 нм, Д = 20 нм) до фонового освітлення ламп різної щільності потоку фотонів призводить до: зростання вмісту пігментів в листках, швидкості фотохімічних реакцій у хлоропластах, інтенсивності переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”; підвищення стабільності олігомерних форм СЗКII і ефективності функціонування ФСА; зниження кількості Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII.

Практичне значення одержаних результатів. Отримані дані можуть бути використані для оптимізації систем освітлення за допомогою світлодіодів в умовах закритого ґрунту з метою збільшення фотосинтетичної продуктивності рослин.

Особистий внесок здобувача. Дисертанткою самостійно здійснено пошук і аналіз вітчизняної і зарубіжної літератури з даної проблеми, сформульовано завдання роботи, проведено усі експериментальні дослідження, здійснено обробку та узагальнення отриманих результатів. Спільно з науковим керівником розроблено напрямок досліджень, висунуто робочу гіпотезу, обґрунтовано методологію постановки експериментів.

Апробація результатів дисертації. Основні результати дисертаційної роботи доповідалися на VIII Українському біохімічному з'їзді (Чернівці, 2002); Міжнародній конференції “Photosynthesis and Сrop Рroduction” (Kуіv, 2002); Конференції молодих вчених “Сучасні напрямки у фізіології та генетиці рослин” (Київ, 2002); V з'їзді товариства фізіологів рослин Росії та Міжнародній конференції “Физиология растений - основа фитобиотехнологии” (Пенза, 2003); II Міжнародній конференції “Онтогенез рослин у природному та трансформованому середовищі. Фізико-біохімічні та екологічні аспекти” (Львів, 2004); Конференції молодих учених-ботаніків “Актуальні проблеми ботаніки та екології” (Канів, 2004).

Публікації. За результатами дисертації опубліковано 10 наукових робіт, у тому числі 3 статті в провідних фахових вітчизняних і зарубіжному наукових журналах.

Структура та обсяг дисертації. Дисертація складається із вступу, огляду літератури, опису матеріалів та методів досліджень, результатів досліджень та їх обговорення, узагальнення, висновків та списку використаних джерел, який містить 171 найменування. Робота викладена на 119 сторінках, включає 11 таблиць та 18 рисунків.

МАТЕРІАЛИ ТА МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕНЬ

Рослинний матеріал. Рослинним матеріалом були листки двотижневих рослин гороху посівного (Pisum sativum L.), вирощеного на середовищі Кнопа за температу-ри 20-22⁰С та фотоперіоду 14 год при освітленні люмінесцентними лампами ЛБ-40 (Україна) різної щільності потоку фотонів (45, 60 і 310 мкмоль·м^-2·с^-1). До фонового освітлення ламп різної інтенсивності додавали червоне випромінювання світлодіодів (L-53SRC-F, _макс = 660 нм, ? = 20 нм, Kingbright, Німеччина) зі щільністю потоку фотонів 15 та 45 мкмоль·м^-2·с^-1.

Визначення вмісту пігментів. Вміст пігментів (мг/г сухої маси) розраховували з урахуванням концентрації пігментів, об'єму витяжки та маси наважки рослинного матеріалу (Гавриленко та ін., 1975). Розподіл пігментів між СЗКII та пігмент-білковими комплексами (ПБК) ФСI і ФСII розраховували за співвідношенням хлорофілів a і b, яке приймали рівним 1.4, припускаючи, що увесь хлорофіл b знаходиться у СЗКII (Green et. al., 1996).

Виділення хлоропластів класу “В”. Хлоропласти класу “В” виділяли згідно методики Аврона (Avron, 1960). Концентрацію хлорофілу визначали за методом Арнона (Arnon, 1949).

Визначення швидкості електронного транспорту. Швидкість роз'єднаного електронного транспорту від води до фериціаніду калію визначали потенціометричним методом (Гавриленко та ін., 1975).

Електрофорез пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран. Аналіз пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран проводили методом неденатуруючого “зеленого” ДДС-Na-електрофорезу в поліакриламідному гелі (ПААГ) за Андерсон (Anderson, 1980).

Визначення параметрів фотосинтетичного апарату методом індукції флуоресценції хлорофілу. Флуоресценцію хлорофілу а в листках гороху вимірю-вали за допомогою XE-PAM флуорометра (“Walz”, Німеччина). Дані у форматі файлів Excel записували за допомогою мультимера UT-60E (Тайвань), з'єднаного з комп'ютером. Флуоресценцію хлорофілу збуджували модульованим світлом в синій області (_макс = 450 нм), реєстрували - в червоній ( ? 695 нм). Визначали наступні параметри флуоресценції хлорофілу, що відображають важливі характеристики ФСА: максимальний квантовий вихід фотохімічних реакцій ФСII (F_v/F_m) (Butler, 1978), ефективний квантовий вихід фотохімічних реакцій ФСII (F'_v/F'_m) (Maxwell et. al., 2000), фотохімічне гасіння флуоресценції хлорофілу (qP) (Schreiber et. al., 1986), нефотохімічного гасіння флуоресценції хлорофілу (qN) (Bilger et. al., 1990), квантовий вихід електронного транспорту (ФСII) (Genty et. al., 1989).

Дослідження гетерогенності акцепторної сторони ФСII. Відносний вміст Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII в мембранах тилакоїдів рослин гороху визначали за Корнєєвим (Корнєєв, 2000). Реєстрацію флуоресценції хлорофілу в мілісекундному діапазоні проводили за допомогою XE-PAM флуорометра.

Визначення інтенсивності переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”. Флуоресценцію збуджували світлом ксенонової лампи, яке пропускали через інтерференційний фільтр ( = 480 нм). Реєстрували флуоресценцію з використанням інтерференційного фільтру ( = 688 нм). Інтенсивність переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” визначали згідно Ходжеса (Hodges et. al., 1983).

Експериментальні дані представлені у вигляді середнього арифметичного (M) із стандартним відхиленням (у?) чи стандартною похибкою (), визначеними з урахуванням усіх повторностей. Достовірність різниці між середніми арифметичними оцінювали за допомогою t-критерія Стьюдента (Рокицкий, 1967).

РЕЗУЛЬТАТИ ДОСЛІДЖЕНЬ ТА ЇХ ОБГОВОРЕННЯ

Вплив змін спектрального складу світла на вміст пігментів в листках Pisum sativum L. Досліди проводили з рослинами гороху, які вирощували при освітленні люмінесцентними лампами ЛБ-40 різної щільності потоку фотонів та при додаванні червоного випромінювання світлодіодів до їх фонового освітлення. Розподіл енергії випромінювання ламп, їх комбінацій із світлодіодами, а також енергії сонця приведено в табл. 1. Частка червоного світла у світлопотоці ламп становить 27,2%, тобто менше, ніж у складі сонячної радіації. Додавання світлодіодів зі щільністю потоку фотонів 15 мкмоль·м^-2·с^-1 до низькоінтенсивного (60 мкмоль·м^-2·с^-1) освітлення ламп, комбінація ЛБ-40 (60) + ЧС (15), підвищувало частку випромінювання в червоній області з 27,2% до 42% (на 15%). Підсвічування світлодіодами на фоні високоінтенсивного (310 мкмоль·м^-2·с^-1) світла, комбінація ЛБ-40 (310) + ЧС (15), збільшує вміст червоних променів всього на 3,3%, з 27,2% до 30,5%. Максимальний вплив червоного підсвічування здійснювали при додаванні випромінювання світлодіодів зі щільністю потоку фотонів 40 мкмоль·м^-2·с^-1 до низькоінтенсивного (45 мкмоль·м^-2·с^-1) фонового світла, комбінація ЛБ-40 (45) + ЧС (40). Це призводило до підвищення на 35% частки червоної складової спектру.

Таблиця 1

Розподіл енергії випромінювання (у % від енергії ФАР)

Джерела та їх комбінаціїДілянка спектра, нм

синя

(400-500)зелена

(500-600)червона

(600-700)

ЛБ-40 (к)18,054,827,2

ЛБ-40 (60)* + ЧС (15) (д) 14,343,742,0

ЛБ-40 (310) + ЧС (15) (д)17,152,430,5

ЛБ-40 (45) + ЧС (40) (д)9,029,062,0

Сонце (55⁰ північної широти)26,835,937,3

Примітка. ЛБ-40 - люмінесцентні лампи, ЧС - червоні світлодіоди (_макс = 660 нм, ? = 20 нм); к - контроль; д - дослід; * - в дужках наведено щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

Результати дослідів показали, що вміст хлорофілів (хл) a, b і каротиноїдів (карот) (мг/г сухої маси) у листках гороху, вирощеного за умов збільшення на 15% частки червоного світла у світлопотоці люмінесцентних ламп низької інтенсивності, був майже вдвічі вищим порівняно з контролем (рис. 1). Проте, співвідношення хл a/b (2,03 і 2,13) та карот/хл (0,22 і 0,19) змінювалися мало. При підвищенні частки випромінювання в червоній області на 3,3% на фоні високоінтенсивного освітлення ламп також спостерігалося збільшення вмісту пігментів (хл а, b і карот), тоді як співвідношення хл a/b (2,24 і 2,22) і карот/хл (0,22 і 0,21) залишалися практично без змін. Таким чином, додавання однакової щільності потоку фотонів (15 мкмоль·м^-2·с^-1) червоного випромінювання до світлопотоку ламп як низької, так і високої інтенсивностей призводило до підвищення вмісту пігментів в листках, і, відповідно, більш розвиненого ФСА рослин. Більший вміст пігментів, при незмінному їх співвідношенні у листках дослідних рослин був пов'язаний, очевидно, зі збільшенням кількості хлоропластів чи тилакоїдних мембран.

Розрахунки розподілу хл а між СЗКII і пігмент-білковими комплексами (ПБК) фотосистем, а також частка хл (a + b) (%) у СЗКII показали, що відмінності у вмісті пігментів за умов змін спектрального складу світла відбуваються в межах перерозподілу їх у названих вище ПБК тилакоїдних мембран (табл. 2).

Таблиця 2

Розподіл хлорофілу а між СЗКII і ПБК фотосистем I і II у листках рослин, вирощених за умов різного спектрального складу світла (М у, n = 6)

Пігмент-білкові комплексиДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль,

ЛБ-40 (60)дослід,

ЛБ-40 (60) +

ЧС (15)контроль,

ЛБ-40 (310) дослід,

ЛБ-40 (310) +

ЧС (15)

вміст хл a, мг/г сухої маси

СЗКII8,48 0,0514,31 0,42**6,57 0,1611,05 0,07**

ФСI+ФСII4,38 0,067,44 0,11**4,17 0,076,23 0,22**

частка хлорофілу (a + b) в СЗКII, %

хл (a + b)79 2,877 0***73 075,5 0,71*

Примітка.Тут і далі: ^# - достовірність різниці при Р = 0,07, * - при Р = 0,05, ** - при Р = 0,01, *** - недостовірність різниці при Р = 0,05

При збільшенні на 15% частки червоного випромінювання на фоні низькоінтенсивного світла, комбінація ЛБ-40 (60) + ЧС (15), спостерігалося, порів-няно з контролем, ЛБ-40 (60), підвищення, майже вдвічі, вмісту хл a як в ПБК фотосистем, так і в СЗКII. Аналогічна закономірність спостерігалася і при збільшенні частки червоного світла на 3,3% на фоні високоінтенсивного освітлення, ЛБ-40 (310) + ЧС (15). Незважаючи на зростання вмісту хл a у СЗКII дослідних рослин, частка хл (a + b) в СЗКII не змінювалася, що вказує на однаковий вміст світлозбиральних ПБК ФСII (ПБК світлозбиральної антени) в контрольному і дослідному варіантах (при підвищенні червоної складової на 15%). Натомість, незначне підвищення частки хл (a + b) в СЗКII спостерігалося у листках гороху, що зростав за умов збільшення на 3,3% частки червоного випромінювання у спектрі ФАР (табл. 2).

Фотохімічні реакції хлоропластів гороху, вирощеного при різному спектральному складі світла. Отримані результати показали, що швидкість роз'єднаного електронного транспорту від води до фериціаніду калію у хлоропластах рослин, вирощених за умов збільшення на 15% частки червоного світла, була вищою при активації реакції діючим світлом з різною щільністю потоку фотонів (6700, 1200 і 9 мкмоль·м^-2·с^-1) порівняно з контролем (рис. 2). Аналогічна закономірність відзначалася також у хлоропластах рослин, вирощених за умов підвищення на 3,3% частки червоної складової спектру ФАР.



Швидкості фотохімічних реакцій хлоропластів залежали від інтенсивності діючого світла: в усіх варіантах V_e була вищою при активації реакції фотовідновлення фериціаніду світлом середньої інтенсивності (1200 мкмоль·м^-2·с^-1), тоді як при високій щільності потоку фотонів (6700 мкмоль·м^-2·с^-1) значення V_e було нижчим (рис. 2). При зменшенні інтенсивності діючого світла до 9 мкмоль·м^-2·с^-1 V_e знижувалась, однак, хлоропласти, ізольовані з рослин, що були вирощені за умов підсвічування червоним випромінюванням світлодіодів, зберігали значно вищу швидкість фотовідновлення K₃[(Fe(CN)₆] порівняно з контролем.

Отримані результати вказують на залежність швидкості фотохімічних реакцій від умов освітлення при вирощуванні, а також інтенсивності діючого світла.

Вплив додаткового червоного освітлення на організацію пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран Pisum sativum L. Оцінку складу пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран проводили за вмістом хлорофілу в “зелених” електрофоретичних зонах. “Зелені” зони, що відповідають окремим пігмент-білковим комплексам, позначені згідно з номенклатурою Андерсон (Anderson, 1980) (рис. 3).

Збільшення на 15% частки червоного світла у світлопотоці ламп не призводило до змін у вмісті хлорофілу в зоні (СР1а + СР1), що належить пігмент-білковим комплексам ФСI і СЗКI (рис. 3, табл. 3).

Таблиця 3

Розподіл хлорофілу в пігмент-білкових комплексах тилакоїдів гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 15% частки червоного світла у їх світлопотоці (М у, n = 6)

Хлорофіл-білкові комплекси та їх співвідношенняДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль, ЛБ-40 (60)дослід, ЛБ-40 (60) + ЧС (15)

відносна частка кожної зони, %

СР1a + СР119,8 ± 1,0821,63 ± 1,65***

LHCP¹16,74 ± 1,718,45 ± 1,02*

CРa2,5 ± 0,583,0 ± 0,62^#

LHCP³44,5 ± 0,9142,68 ± 1,68*

FР16,8 ± 3,3214,55 ± 2,7^#

LHCP³/LHCP¹2,7 ± 0,222,31 ± 0,04*

LHCP¹ + LHCP³61,24 ± 2,6161,13 ± 2,7***

Загальний вміст СЗКII (його олігомерна (LHCP¹) та мономерна (LHCP³) форми), практично не змінювався (61,24% і 61,13%), проте, співвідношення між олігомерною та мономерною формами відрізнялися (2,7 і 2,31) (табл. 3). Оскільки загальний вміст СЗКII (LHCP¹ + LHCP³) у контрольних та дослідних рослин був майже ідентичним, а співвідношення між олігомерними та мономерними формами змінювалися, отримані результати можна розглядати як свідчення того, що при варіації спектрального складу світла в червоному діапазоні олігомери СЗКII характеризуються вищою стабільністю. Стабільність підтверджується більшим (на 10%) вмістом олігомерних форм (LHCP¹) і меншою кількістю вільного хлорофілу (FP), втраченого в ході електрофоретичного розділення ПБК.

Крім того, спостерігалося підвищення відносного вмісту хлорофілу в зоні СРа, що відповідає найближчим до РЦ ФСII світлозбиральним ПБК (рис. 3, табл. 3). Так як кількість хлорофілу, нанесеного на гель, була однаковою в контрольному та дослідному варіантах, збільшення вмісту одного ПБК мало супроводжуватися зменшенням кількості іншого. Оскільки не було відмінностей у вмісті ПБК, що належать ФСI (СР1a + СР1), а також СЗКII (LHCP¹ + LHCP³), вищий вміст ПБК найближчої до РЦ ФСII світлозбиральної антени (СРа) в дослідному варіанті, очевидно, пов'язаний з вищою стабільністю комплексу хлорофілу з білками. Підтвердженням цього факту також є менша частка вільного хлорофілу на електрофореграмах дослідних рослин.

Збільшення частки випромінювання в червоній області на 3,3% на фоні високоінтенсивного фонового призводило також до зростання стабільності СЗКII, про що свідчить, крім зростання (на 15%) відносного вмісту його олігомерних форм, зниження рівня вільного хлорофілу (табл. 4). Що стосується найближчих до РЦ ФСII світлозбиральних ПБК, то слід зазначити, що вміст хлорофілу в зоні СРа у дослідних рослинах був вищим. Оскільки не спостерігалася різниця у вмісті СЗКII та (СР1a + СР1), вищий вміст зони СРа, вірогідно, обумовлений міцнішим зв'язуванням хлорофілу з поліпептидами (табл. 4).

Таблиця 4

Розподіл хлорофілу в пігмент-білкових комплексах тилакоїдів гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 3,3% частки червоного світла у їх світлопотоці (М у, n = 6)

Хлорофіл-білкові комплекси та їх співвідношенняДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль, ЛБ-40 (310)дослід, ЛБ-40 (310) + ЧС (15)

відносна частка кожної зони, %

СР1a + СР116,45 ± 1,0116,47 ± 0,71***

LHCP¹24,1 ± 2,2327,75 ± 1,24*

CРa4,45 ± 0,865,4 ± 1,33*

LHCP³33,96 ± 4,730,81 ± 2,5*

FР21,8 ± 1,520,5 ± 2,5^#

LHCP³/LHCP¹1,6 ± 0,31,18 ± 0,2*

LHCP¹ + LHCP³58,1 ± 1,858,55 ± 2,05***

Тенденція змін відносного вмісту та співвідношення ПБК за умов підвищення частки випромінювання в червоній області на 35% була аналогічною до попередніх даних: спостерігалося зниження мономерних форм СЗКII та збільшення (на 28%) відносного вмісту олігомерних форм СЗКII і найближчих до РЦ ФСII світлозбиральних ПБК (табл. 5).

Таблиця 5

Розподіл хлорофілу в пігмент-білкових комплексах тилакоїдів гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 35% частки червоного світла у їх світлопотоці (М , n = 6)

Хлорофіл-білкові комплекси та їх співвідношенняДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль, ЛБ-40 (45) дослід, ЛБ-40 (45) + ЧС (40)

відносна частка кожної зони, %

СР1а + СР123,1 ± 0,03923,5 ± 0,02***

LHCP¹17,86 ± 0,2622,92 ± 0,32**

CРa7,75 ± 0,518,62 ± 0,2*

LHCP³22,9 ± 0,03719,39 ± 0,21**

FР28,37 ± 0,4625,85 ± 0,66*

LHCP³/LHCP¹1,28 ± 0,020,85 ± 0,02**

LHCP¹ + LHCP³40,76 ± 0,2442,3 ± 0,14***

Відомо, що головна роль в стабілізації тримерного комплексу СЗКII належить ліпідам, зокрема фосфатидилгліцеролу (Nussberger et al., 1993). Вища стабільність олігомерів СЗКII у дослідних рослин, тобто більш стійке зв'язування між мономерами у тримері, може бути пов'язана з характером організації компонентів-мономерів, зокрема, із змінами специфічних білковo-ліпідних взаємодій.

Отримані результати дозволяють зробити висновок, що при збільшенні на 35% частки червоного світла на фоні низькоінтенсивного освітлення спостерігалася вища стабільність СЗКII, про що свідчило зростання на 28% кількості його олігомерних форм (табл. 5). Підвищення на 15% (табл. 3) і 3,3% (табл. 4) частки червоної складової призводило до збільшення на 10% і 15% олігомерних форм відповідно. Вищу стабільність олігомерних форм СЗКII за умов додавання 40 мкмоль·м^-2·с^-1 червоного випромінювання на фоні низькоінтенсивного (45 мкмоль·м^-2·с^-1) можна пояснити як власне більшою часткою червоного світла у світлопотоці, так і підсвічуванням на фоні низькоінтенсивного білого світла, де спостерігається незбалансоване збудження фотосистем. Зміна спектрального складу світла при вирощуванні, очевидно, покращує збалансованість фотосистем.

Таким чином, зміна спектру люмінесцентних ламп в червоній області з використанням світлодіодів вузького спектрального діапазону призводить до змін структурної організації фотосинтетичних мембран на рівні їх ПБК, а саме: посилення стійкості супрамолекулярних ПБК найближчої світлозбиральної антени ФСII та СЗКII, що може сприяти більш ефективній утилізації світлової енергії.

Дослідження функціонального стану ФСА рослин гороху, вирощеного за умов різного спектрального складу світла методом індукції флуоресценції хлорофілу (ІФХ). Збільшення на 15% частки червоного світла у світлопотоці люмінесцентних ламп не призводило до змін величини максимального квантового виходу фотохімічних реакцій ФСII (F_v/F_m) в адаптованих до темряви листках (табл. 6). Це свідчить про подібну потенційну ефективність фотохімічних реакцій ФСII, тобто розділення зарядів.

Ефективний квантовий вихід фотохімічних реакцій ФСІІ, F'_v/F'_m, який використовують для оцінки їх максимальної ефективності при дії світла, коли зв'язані пластохінони є частково відновленими, був вищим при діючому світлі 500 і 1500 мкмоль·м^-2·с^-1 у листках дослідних рослин, порівняно з контрольними (табл. 6). При 1500 мкмоль·м^-2·с^-1 значення F'_v/F'_m було нижчим як у контрольних, так і дослідних рослин. Це пов'язано з фотоінгібуванням, тобто світлозалежною редукцією ефективності фотосинтезу, яка спостерігається в екстремальних умовах (Powles et al., 1984).

Таблиця 6

Параметри ІФХ при різній інтенсивності діючого світла в листках гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 15% частки червоного світла у їх світлопотоці (М , n = 8)

Параметри ІФХДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль,

ЛБ-40 (60)дослід,

ЛБ-40 (60) +

ЧС (15)контроль,

ЛБ-40 (60) дослід,

ЛБ-40 (60) +

ЧС (15)

щільність потоку фотонів діючого світла, мкмоль·м^-2·с^-1

5001500

F_v/F_m0,80 0,080,77 0,007***0,78 0,0090,76 0,001***

F'_v/F'_m0,56 0,0370,60 0,039*0,39 0,0080,49 0,015**

qP0,77 0,0240,80 0,034*0,27 0,010,55 0,09**

qN0,63 0,0050,53 0,01**0,81 0,0080,69 0,036**

ФСII0,43 0,0120,48 0,004*0,10 0,0020,27 0,023**

Величина фотохімічного гасіння, qP, що відображає ступінь окисненості пулу Q_А, була вищою у рослин, вирощених за умов зміни спектрального складу світла в червоному діапазоні при діючому світлі обох інтенсивностей. Вищий рівень qP дослідних рослин, що особливо виражений при інтенсивності діючого світла 1500 мкмоль·м^-2·с^-1, вказує на більшу частку ФСІІ з Q_А в окисненому стані, тобто “відкритих” реакційних центрів (табл. 6). Зростання величини qP у рослин, вирощених при збільшенні частки червоного світла, можна пояснити швидшим окисненням пластохінону комплексом цитохрому b₆/f внаслідок кращого відтоку електронів до ФСI. Дані зміни можна пояснити кращою збалансованістю збудження обох фотосистем при вирощуванні рослин, порівняно з контролем.

Величина нефотохімічного гасіння, qN, що характеризує рівень теплової дисипації у світлозбиральному хлорофіл a/b білковому комплексі ФСII, при діючому світлі різної щільності потоку фотонів була нижчою у листках дослідних рослин. Нижчий рівень qN у світлозбиральній антені цих рослин вказує на меншу долю розсіювання енергії в СЗКII, і, відповідно, на більшу частку її утилізації, що підтверджується вищим значенням параметру qP.

Квантовий вихід електронного транспорту (ФСII) був вищим у листках дослідних рослин при дії різної щільності потоку фотонів діючого світла. Виходячи з отриманих даних, можна відзначити пряму залежність між рівнем qP і ФСII: більша частка енергії, що йде на фотохімічне гасіння, забезпечує вище значення електронного транспорту.

Вивчення параметрів кривих індукції флуоресценції хлорофілу листків рослин, що зростали при збільшенні на 3,3% частки червоної складової спектру ФАР, показало, що величина F_v/F_m в адаптованих до темряви листках контрольних та дослідних рослин практично залишалася без змін (табл. 7). Навіть і за умов інтенсивного світлового потоку ламп збільшення частки червоного світла в їх світлопотоці всього на 3,3% призводило до підвищення величини F'_v/F'_m при діючому світлі різної щільності потоку фотонів, що свідчить про ефективнішу утилізацію світлової енергії цими рослинами. Так, в листках рослин відмічали вище значення параметру qP при діючому світлі 500 мкмоль·м^-2·с^-1, тоді як величина qN при даній інтенсивності практично не змінювалася.

Таблиця 7

Параметри ІФХ при різній інтенсивності діючого світла в листках гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 3,3% частки червоного світла у їх світлопотоці (М , n = 8)

Параметри ІФХДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль,

ЛБ-40 (310)дослід,

ЛБ-40 (310) + ЧС (15)контроль,

ЛБ-40 (310) дослід,

ЛБ-40 (310) + ЧС (15)

щільність потоку фотонів діючого світла, мкмоль·м^-2·с^-1

5001500

F_v/F_m0,71 0,0620,78 0,022***0,71 0,070,77 0,004***

F'_v/F'_m0,43 0,010,63 0,01**0,35 0,0180,48 0,035**

qP0,78 0,0070,84 0,009*0,73 0,0150,64 0,034***

qN0,48 0,0120,47 0,03***0,71 0,0070,76 0,035***

ФСII0,34 0,030,53 0,001**0,26 0,0090,31 0,021*

Слід зауважити, що характерна закономірність у підвищенні qP та зниженні qN не спостерігалася в листках рослин при діючому світлі високої щільності потоку фотонів (1500 мкмоль·м^-2·с^-1). Натомість, величина ФСII була вищою у листках дослідних рослин за різної щільності потоку фотонів діючого світла. При 1500 мкмоль·м^-2·с^-1 спостерігалося зниження величини ФСII як наслідок фотоінгібу-вання.

Для з'ясування максимально можливого впливу червоного підсвічування на параметри індукції флуоресценції листків гороху, зміну спектрального складу здійснювали на фоні низькоінтенсивного світла (45 мкмоль·м^-2·с^-1) (табл. 8). При цьому не відмічалися відмінності у величині F_v/F_m, тоді як значення F'_v/F'_m було вищим при діючому світлі різної щільності потоку фотонів.

Таблиця 8

Параметри ІФХ при різній інтенсивності діючого світла в листках гороху, вирощеного при освітленні люмінесцентними лампами та при збільшенні на 35% частки червоного світла у їх світлопотоці (М , n = 8)

Параметри ІФХДжерела світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль,

ЛБ-40 (45)дослід,

ЛБ-40 (45) +

ЧС (40)контроль,

ЛБ-40 (45) дослід,

ЛБ-40 (45) +

ЧС (40)

щільність потоку фотонів діючого світла, мкмоль·м^-2·с^-1

5001500

F_v/F_m0,744 0,0010,755 0,001***0,749 0,0010,766 0,01***

F'_v/F'_m0,489 0,0180,563 0,057*0,331 0,0310,386 0,045*

qP0,823 0,0090,859 0,008**0,412 0,0410,571 0,002**

qN0,679 0,030,551 0,094*0,832 0,0220,791 0,028*

ФСII0,404 0,0190,484 0,054**0,143 0,030,227 0,019**

В листках дослідних рослин величина qP була більшою при різному діючому світлі. Вищий її рівень, особливо виражений при 1500 мкмоль·м^-2·с^-1 (табл. 8), вказує на більшу частку ФСІІ з Q_А в окисненому стані, що можна пояснити швидшим окисненням пластохінону комплексом цитохромів b₆/f .

У відповідь на збільшення частки червоної складової, рівень qN в листках гороху був нижчим при діючому світлі різної щільності потоку фотонів, натомість, відмічалося підвищення величини квантового виходу електронного транспорту, ФСII (табл. 8).

Вища стабільність СЗКII комплексу дослідних рослин, яка може бути пов'язана із змінами ліпід-білкових взаємодій, і, відповідно, конформаційними перебудовами мономерів та орієнтацією пігментних макроциклів, забезпечує ефективнішу передачу енергії збудження до реакційних центрів. Це підтверджується нижчим рівнем теплової дисипації в СЗКII, світлозбиральній антені. Навпаки, більш високий рівень qN в листках контрольних рослин знаходиться в прямій залежності з меншою стабільністю СЗКII, тобто його більшою “рихлістю”, що добре видно на електрофореграмах (рис. 3). Отже, нижчий рівень qN в листках дослідних рослин пов'язаний із вищою стабільністю та “компактністю” в організації СЗКII, про що свідчить підвищення вмісту його олігомерних форм.

Таким чином, проведені флуоресцентні дослідження показали, що збільшення на 15%, 3,3% і 35% частки червоного випромінювання у спектрі ФАР на фоні різних інтенсивностей люмінесцентних ламп призводило до змін функціонального стану ФСА. Встановлено, що рослини, вирощені за умов домінування червоної складової спектру ФАР, характеризуються вищою ефективністю роботи ФСА, про що свідчить зростання рівнів qP, F'_v/F'_m та ФСII. При порівнянні флуоресцентних параметрів встановлено, що дослідні рослини, маючи вищі рівні qP, F'_v/F'_m і ФСII, є більш стійкими до фотоінгібування порівняно з контрольними. Нижчий рівень qN в листках цих рослин може бути пов'язаний з більшою стабільністю CЗКII.

Вплив змін спектрального складу світла на гетерогенність акцепторної сторони ФСII. Комплекси ФСII, здатні до розділення зарядів, але не можуть переносити електрони між Q_A і Q_B, називають Q_B-невідновлюючими, а здатні до перенесення електронів - Q_B-відновлюючі. Результати, отримані з даних кривих ІФХ в мілісекундному діапазоні, свідчать, що за умов вирощування рослин при освітленні лампами низької інтенсивності, вміст Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII у листках складав 26% від загального числа комплексів ФСII (табл. 9). Натомість, у відповідь на збільшення частки червоної складової спектру спостерігалося зниження (на 23%) вмісту Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII, порівняно з контролем (табл. 9).

Таблиця 9

Вміст Q_В-невідновлюючих комплексів фотосистем у рослин, вирощених за умов різного спектрального складу світла (М , n = 8)

Вміст Q_В-невідновлю-

ючих комплексів, %Джерело світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

конроль, ЛБ-40 (45)дослід, ЛБ-40 (45) + ЧС (40)

26 ± 0,720 ± 1**

Таким чином, менший вміст Q_B-невідновлюючих комплексів у рослин, вирощених за умов зміни спектрального складу світла, може бути обумовлений, з одного боку, вищою швидкістю циклу репарації комплексів ФСII, з іншого, кращою збалансованістю освітлення при вирощуванні, що зменшує імовірність дезактивації центрів ФСII.

Вплив змін спектрального складу світла на перерозподіл енергії збудження між фотосистемами. Швидкі зміни інтенсивності та спектрального складу сонячного світла призводять до дисбалансу між швидкостями збудження ФСI і ФСII. У рослин цей дисбаланс може бути усунений шляхом перерозподілу енергії збудження між фотосистемами, так званого переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”, який відіграє важливу роль в короткотерміновій регуляції світлозбору та захисті ФСII від фотопошкодження (Carlberg et al., 1993).

Відносні зміни виходу модульованої флуоресценції хлорофілу листків гороху під час переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” приведено на рис. 4. При освітленні “Світлом 2” ( = 480 нм), що поглинається переважно ФСII, ФСА переходить в “Стан 2” (відбувається фосфорилювання та міграція СЗКII до ФСІ, що супроводжується падінням виходу флуоресценції); зворотній процес - перехід в “Стан 1” (дефосфорилювання, міграція СЗКII до ФСII та зростання рівня флуоресценції хлорофілу), викликається освітленням “Світлом 1” ( > 700 нм), що поглинається переважно ФСI, на фоні “Світла 2”.



Інтенсивність переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2”, що оцінювалась за величиною періоду напівпереходу (t_Ѕ), була вищою в листках рослин, вирощених за умов збільшення на 35% частки червоного світла. Натомість, більш повільний перехід спостерігався в листках контрольних рослин, про що свідчить вище значення (2,44) величини часу напівпереходу між станами (табл. 10). Вище значення vF у листках рослин, що зростали за умов зміненого спектрального складу, вказує на ефективніше використання ними світлової енергії.

Таблиця 10

Параметри переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” в рослин гороху, вирощених за умов різного спектрального складу світла (М , n = 8)

Параметри переходу ФСАДжерело світла, щільність потоку фотонів, мкмоль·м^-2·с^-1

контроль, ЛБ-40 (45)дослід, ЛБ-40 (45) + ЧС (40)

t Ѕ, хв2,44 ± 0,061,86 ± 0,19**

_VF0,107 ± 0,0080,148 ± 0,003**

Нормалізовані сигнали флуоресценції хлорофілу контрольних та дослідних рослин на рівні “Стану 1” показують різну кінетику переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” (рис. 5): це свідчить про те, що рослини, вирощені за умов збільшення частки червоного світла у світлопотоці ламп, швидше реагують на зміни світлових умов порівняно з контрольними. Інтенсивніший перехід у листках дослідних рослин пов'язаний, ймовірно, зі значно швидшим реокисненням пластохінонового пулу (PQ) порівняно з контрольними. Одержані результати дозволяють припустити, що однією з причин інтенсивнішої міграції СЗКII від ФСII до ФСI у рослин, вирощених за умов збільшення частки червоної складової спектру, є вищий рівень відновленого PQ після включення “Світла 2”. Підвищення вмісту відновленого PQ може залежати від двох факторів: більшого розміру пулу власне відновленого PQ у рослин чи вищої швидкості його відновлення після включення “Світла 2”. Швидше реокиснення PQ в листках дослідних рослин може бути пов'язано з вищою стабільністю та компактністю СЗКII, що сприяє ефективнішій передачі енергії збудження до реакційних центрів.

Таким чином, нами встановлена вища інтенсивність переходу ФСА із “Стану 1” у “Стан 2” у рослин гороху при вирощуванні на світлі, зміненому в червоній області спектру. Це забезпечує швидший перерозподіл енергії між фотосистемами і усунення дисбалансу між швидкостями їх збудження.

ВИСНОВКИ

квантовий фотохімічний хлорофіл горох

1. Досліджено організацію світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу та функціональні характеристики фотосинтетичного апарату рослин гороху (Pisum sativum L.). Знайдено, що за умов збільшення частки червоної складової у спектрі ФАР відбувається формування більш стабільного та ефективного світлозбирального комплексу.

2. Встановлено, що вміст пігментів (хлорофіли а, b і каротиноїди) є вищим в листках гороху, вирощеного при додаванні червоного випромінювання світлодіодів вузького спектрального діапазону (_макс = 660 нм, Д = 20 нм) до фонового освітлення люмінесцентних ламп ЛБ-40 низької та високої інтенсивності. Хлоропласти, ізольовані з цих рослин, характеризуються більшою швидкістю фотохімічних реакцій.

3. Показано, що у відповідь на підвищення частки червоної складової спектру спостерігається зростання відносного вмісту олігомерних форм світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу та найближчого до реакційного центру ФСII світлозбирального пігмент-білкового комплексу, що вказує на збільшення їх стабільності.

4. У листках рослин, що зростали на світлі, зміненому в червоній області спектра, виявлено вищу ефективність функціонування фотосинтетичного апарату. Це підтверджується зростанням рівнів ефективного квантового виходу фотохімічних реакцій ФСII, квантового виходу електронного транспорту та ступеня окисненості пула первинних акцепторів Q_А. Нижчий рівень нефотохімічного гасіння флуоресценції хлорофілу в листках цих рослин узгоджується із виявленими змінами в організації світлозбирального хлорофіл a/b білкового комплексу, більшою стабільністю його олігомерної структури.

5. Збільшення частки червоного випромінювання у спектрі ФАР призводить до зниження кількості Q_B-невідновлюючих комплексів ФСII в хлоропластах, що може бути результатом як вищої швидкості відновлення комплексів ФСII, так і кращої збалансованості освітлення, що зменшує імовірність дезактивації центрів ФСII.

6. Встановлено, що додавання червоного світла сприяє посиленню інтенсивності переходу фотосинтетичного апарату із “Стану 1” у “Стан 2”. Це забезпечує ефективніший перерозподіл енергії збудження між фотосистемами.

СПИСОК РОБІТ, ОПУБЛІКОВАНИХ ЗА ТЕМОЮ ДИСЕРТАЦІЇ

1. Топчій Н.М., Сиваш О.О., Фомішина Р.М. Вплив світла різної інтенсивності та спектрального складу на пігментний апарат та функціональні характеристики хлоропластів гороху (Pisum sativum L.) // Український ботанічний журнал. - 2004. - Т. 61. - № 5. - С. 91-98. (Особистий внесок здобувача - опрацювання літератури за темою досліджень, визначення вмісту пігментів у листках та швидкості електронного транспорту, статистична обробка результатів).

2. Топчій Н.М., Сиваш О.О. Структурно-функціональні характеристики фотосинтетичного апарату гороху (Pisum sativum L.) в умовах варіації спектрального складу світла в червоному діапазоні // Український ботанічний журнал. - 2005. - Т. 62. - № 4. - С. 581-588. (Особистий внесок здобувача - аналіз пігмент-білкових комплексів тилакоїдних мембран, визначення параметрів індукції флуоресценції хлорофілу, статистична обробка результатів, написання статті).