Механизмы гибели клетки

Размещено на http://www.allbest.ru/

Размещено на http://www.allbest.ru/

Механизмы гибели клетки

дегенерация гибель клетка программированный

Клеточная смерть известна с момента открытия самой клетки, еще с 1665 г.: Р. Гук описал формации коры дуба из погибших клеток. Однако долгое время это наблюдение оставалось без внимания. Первые гистологические описания клеточной смерти опубликовали К. Фогт (C. Vogt) в 1842 г. И Р. Вирхов (R. Virchow) в 1859 г. В формировании современных представлений о ПКС важное место занимает работа Кerr et a. о существовании двух различных видов клеточной смерти у животных - апоптоза и некроза.

В 1966 году в журнале «Science» появилась статья Р. Сандерса, в которой автор высказал предположение, что старение и гибель клеток в эмбрио- и морфогенезе является результатом активации особой генетической программы, запускаемой специфическими внутриклеточными и внешними сигналами.

Процесс гибели клетки, в виде цитологических картин был описан несколькими учеными еще в начале века. Один из известных цитологов того периода француз Бонне различал следующие четыре типа ядерной дегенерации:

1. Кариорексис - хроматин распадается на бесформенные скопления обломков и гранул, которые после разрыва ядерной оболочки попадают в цитоплазму и там дегенерируют.

2. Кариопикноз - «хроматиновая сеть» отстает полностью или почти полность ядерной оболочки и слипается в гомогенную массу. Ядерная оболочка сморщивается, ядро теряет тургор, хроматин распыляется и отдельные его гранулы растворяются в цитоплазме.

3. Кариолизис или хроматолиз - хроматин постепенно растворяется. Ядро и цитоплазма в начале окрашиваются основными красителями весьма интенсивно, но затем хроматин теряет свои морфологические и химические особенности и ядерное вещество переходит в цитоплазму и там растворяется.

4. Вакуолизированная ядерная дегенерация - в ядре появляется одна или несколько вакуолей, которые постепенно увеличиваются, оттесняя хроматин к периферии ядра и здесь он образует отдельные скопления.

В последние годы были выделены в качестве самостоятельных форм гибели клетки аутофагия, митотическая катастрофа и сенессенс, информация о механизмах и особенно о биологическом значении которых достаточно противоречива.

«Апоптоз», что в переводе с греческого означает «опадание листьев, это энергозависимый процесс, посредством которого удаляются нежелательные дефектные клетки организма. Форма клеточной гибели - по пути апоптоза или некроза во многом определяется внутриклеточной концентрацией NAD+ и АТР. Снижение уровня NAD+ и АТР ведет к индукции некроза.

Программированная гибель клеток привлекает к себе внимание многочисленных исследователей уже более тридцати лет, прежде всего, по двум причинам. Во-первых, она играет важную роль в морфогенетических процессах и в регуляции численности клеток на протяжении всего онтогенетического развития многоклеточного организма. Во-вторых, обнаружено, что возникновение многих тяжелых заболеваний связано с такими нарушениями программы клеточной гибели, при которых клетки либо перестают погибать, и тогда возможно возникновение опухолей, либо гибель захватывает избыточное число клеток, что в свою очередь приводит к патологической дегенерации тканей и органов.

По другим данным в составе программированной клеточной гибели (ПКГ) выделяют несколько типов: апоптоз, аутофагическую гибель и программированный некроз (Ogier Denis, Codagno, 2003; Edinger, Thompson, 2004). В свою очередь, апоптоз может быть подразделен на апоптоз одноядерных клеток и митотическую катастрофу. Последняя при этом подразделяется на апоптоз собственно в митозе и апоптоз полиплоидных клеток, образовавшихся в результате патологического митоза.

1. Апоптоз.

Апоптоз - программируемая гибель клеток - естественный процесс, предназначенный для элиминации поврежденных клеток либо клеток, «не нужных» по программе морфогенеза и индивидуального развития организма.

Важной особенностью апоптоза, отличающей его от некроза, является отсутствие воспалительной реакции соседних клеток на продукты распада, так как деградирующая клетка сохраняет целостность мембраны до конечных стадий процесса, а затем подвергается фагоцитозу.

К характерным признакам апоптоза принято относить: дегидратационное сжатие клеток, утрату межклеточных контактов, блеббинг, разрушение цитоскелета, конденсацию хроматина, фрагментацию ядер и деградацию ДНК.

Чаще всего идентификацию апоптоза проводят по морфологическим признакам, а также регистрируя интернуклеосомные разрывы ДНК на электрофореграммах и определяя активность каспаз. При работе с живыми клетками широко используется мечение аннексином V, выявляющим появление фосфатидилсерина на внешней стороне плазматической мембраны в процессе апоптоза.

В зависимости от типа клеток, их состояния и вида индуктора основные признаки апоптоза могут варьировать, а некоторые могут вовсе отсутствовать, как это происходит, например, при апоптозе безъядерных эритроцитов.

При более строгом подходе необходимо учитывать, что критерием апоптоза может быть только комплекс признаков.

Сигнальные пути при апоптозе

Общая схема запуска и развития апоптоза представлена на рис. 1. Апоптоз может быть вызван как внешними, так и эндогенными сигналами, к важнейшим из которых относится повреждение ДНК. Апоптоз - сложный многостадийный процесс, в котором существенную роль играют каспазы - семейство эволюционно консервативных протеаз. В нормальном состоянии каспазы присутствуют в клетке в неактивной форме, как проензимы. Различают два вида каспаз - «инициирующие» и «эффекторные». К первым

относятся каспазы 8, 9, 10 и 12, которые после активации действуют на эффекторные каспазы 3, 6, 7 и 14. Каспаза 2 обладает как инициирующими, так и эффекторными функциями. Мишени эффекторных каспаз многообразны: например, для каспазы 3 это могут быть фактор фрагментации ДНК DFF_45, гельзолин, PARP_полимераза или PAK2_киназа (Janicke et al., 1998). Только на этапе активации инициирующих каспаз апоптоз обратим.

Механизмы активации инициирующих каспаз могут быть различными. Рцепторный путь запуска каспазного каскада начинается с активации одного из расположенных на клеточной мембране рецепторов, воспринимающих внешний сигнал, например Fas/CD95, TNF, DR_4, DR_5 и т. п.

В случае рецептора Fas его активация одноименным лигандом либо антителами ведет к присоединению к рецептору адаптора FADD (Fas-associated protein with death domain). FADD в свою очередь связывается с прокаспазой 8, что приводит к активации каспазы 8, которая затем активирует прокаспазу 3 (рис. 3). Такой тип передачи сигнала имеет место, например, у лимфоидных клеток. У других клеток активации каспазы 8 недостаточно для активации прокаспазы 3.

В случае митохондриального пути запуска каспазного каскада ключевым звеном является изменение состояния митохондрий, при котором снижается мембранный потенциал на внутренней мембране, в ней образуются гигантские поры, матрикс набухает, разрывается наружная мембрана, из митохондрий выходит ряд белков, в частности цитохром c. Последний в комбинации с фактором Apaf_1 (apoptotic protease-activating factor_1) и прокаспазой 9 образует так называемый апоптосомный комплекс, в котором прокаспаза превращается в каспазу 9. Далее каспаза 9 активирует каспазу 3. Рецепторный и митохондриальный пути активации каспазного каскада сходятся на стадии активации какой-либо эффекторной каспазы. Так, например, каспаза 3 или 7, действуя на комплекс ДНКазы CAD (caspase activated DNase) с ингибитором DFF_45/ICAD, отщепляет и инактивирует последний.

Свободная CAD вызывает межнуклеосомные разрывы ДНК и образование фрагментов в 180-200 пар оснований. Один из белков семейства Bcl_2 -

промотор апоптоза Bid - также может связывать рецепторный и митохондриальный пути.

Митохондрии являются ключевым звеном в передаче сигнала во время апоптоза, связанного с повреждением ДНК при действии на клетку разного рода факторов, в частности радиации, активных форм кислорода, высокой температуры (Beere, 2004) и др.

Важную роль при этом играет белок p53. Отсутствие или мутация гена p53 приводит к блокированию апоптоза и способствует развитию злокачественных новообразований из-за прекращения элиминации злокачественных клеток. При действии ультрафиолетового излучения, радиации, химиопрепаратов и других факторов, приводящих к нарушениям структуры ДНК, уровень p53 повышается.

Помимо передачи сигнала в митохондрии p53 может участвовать в активации экспрессии проапоптозных генов и подавлении экспрессии антиапоптозных генов.

На наружной мембране митохондрий локализована большая часть белков семейства Bcl_2, в состав которого входят промоторы (Bax, Bid и Bik) и ингибиторы (собственно Bcl_2 и Bcl-XL) апоптоза. От соотношения активности этих белков зависит, состоится апоптоз или нет Открытие AIF (apoptosis inducing factor) является важным этапом в развитии представлений о существующих в клетке сигнальных апоптозных каскадах. Этот митохондриальный флавопротеин перемещается от митохондрий к ядру, где вызывает конденсацию хроматина на периферии ядра и разрыв ДНК с образованием крупных фрагментов. В этом случае действует каспазонезависимый механизм. Таким образом, AIF и цитохром c выполняют важную роль проапоптозных факторов.

Дегидратация клеток при апоптозе

Уменьшение объема клетки исторически принято считать одним из важнейших признаков, отличающим апоптоз от некроза (Kerr, 1971). Первоначально заключение об уменьшении объема делали на основании микроскопии фиксированных гистологических препаратов. В настоящее время объектами исследований являются преимущественно живые клетки, и вывод о сокращении размеров клеток при индукции апоптоза чаще всего основан на измерениях малоуглового светорассеяния при проточной цитометрии, хотя этот метод нельзя считать строгим.

В настоящее время апоптозное снижение объема клеток (apoptotic volume decrease, AVD) связывают с их дегидратацией (Okada et al., 2001).

Различие клеток по плавучей плотности, которая определяется содержанием в клетках воды, давно используется для выделения апоптозных тимоцитов и других клеток.

Именно измерениями плавучей плотности показано, что апоптоз не всегда сопровождается дегидратацией клеток (Веренинов и др., 2003, 2004; Yurinskaya et al., 2005a, 2005b). Полагают, что механизм AVD аналогичен механизму реакции регуляторного снижения объема клеток после их первичного набухания в гипоосмотической среде (regulatory volume decrease, RVD). Считается, что дегидратация клеток - не только следствие апоптоза, но может быть и индуктором апоптоза. Показано, что апоптоз вызывается гипертоническим шоком (Morales et al., 2000; Michea et al., 2002; Rao et al., 2004; Friis et al., 2005). Апоптозное сжатие клеток может наблюдаться как в течение первых десятков минут, так и в течение десятков часов (Benson et al., 1996; Chang et al., 2000). На клетках HL60, HeLa и U937 показано, что уменьшение клеточного объема опережает такие проявления апоптоза, как выход фосфатидилсерина на поверхность плазматической мембраны, выявляемый по связыванию аннексина V (McCarthy, Cotter, 1997), выход цитохрома c из митохондрий, активация каспазы 3 и фрагментация ДНК (Maeno et al., 2000).

Каким образом уменьшение объема клеток при апоптозе связано с каспазным каскадом? На клетках Jurkat показано, что каспазный ингибитор широкого спектра действия z-VAD блокирует все основные проявления апоптоза, вызванного через Fas_рецептор, включая уменьшения объема, а при индукции апоптоза кальциевым ионофором A23187 или тапсигаргином этот ингибитор не отменяет уменьшения объема, что предполагает каспазный механизм в первом случае и некаспазный механизм - во втором (Bortner, Cidlowski, 1999). Уменьшение клеточного объема и конденсацию хроматина при апоптозе активированных T_лимфоцитов отмечали при каспазонезависимом механизме с участием AIF (Dumont et al., 2000). При апоптозе клеток Jurkat, индуцированном радиацией или через Fas_рецептор, уменьшение объема, регистрируемое по малоугловому светорассеянию при проточной цитометрии, имело место в обоих случаях, хотя и регулировалось различными инициирующими каспазами - 8 и 9 (Vu et al., 2001). Из вышесказанного можно сделать вывод о том, что AVD может наблюдаться как при каспазозависимой (рецепторной, митохондриальной), так и при каспазонезависимой индукции апоптоза.

На клетках Jurkat, апоптоз которых вызывали через Fas_рецептор, обнаружено, что стимуляция протеинкиназы C форболовым эфиром (PMA) и бриостатином_1 отменяет апоптозное снижение объема, а ингибирование протеинкиназы C индолкарбазолом Gц6976 способствует AVD (Gуmez-Angelats et al., 2000).

Изменение внутриклеточного содержания и концентрации K+ при апоптозе.

Широко распространено представление о том, что выход внутриклеточного K+ является важным процессом, сопровождающим, а по мнению многих исследователей, и обусловливающим AVD. Необходимо различать изменение концентрации катионов во внутриклеточной воде и изменение содержания катионов на единицу сухой массы клеток. Показано, что вызванный дексаметазоном апоптоз лимфоидных клеток CEM не сопровождается существенным снижением концентрации K+, в то время как содержание K+, измеренное методом пламенной фотометрии, уменьшается на 15% (Benson et al., 1996). О снижении внутриклеточной концентрации K+ в клетках HL60 при апоптозе, вызванном ультрафиолетовым облучением, сообщают Мак-Карти и Коттер (McCarthy, Cotter, 1997). По другим данным, полученным на фибробластах мыши с помощью флуоресцентных зондов, концентрация K+ при апоптозе уменьшалась от 110 до 50 мМ (Barbiero et al., 1995). По данным рентгеновского микроанализа, при апоптозе, вызванном ультрафиолетовым облучением, содержание K+ в клетках U937 снижается с 391 до 196 мкмоль на 1 г сухой массы. Аналогичные данные получены на моноцитах человека при апоптозе, вызванном окисленными липопротеидами. В этом случае содержание K+ снижалось с 616 до 291 мкмоль на 1 г сухой массы. Снижение содержания K+ от 416 до 216 мкмоль на 1 г сухой массы показано методом рентгеновского микроанализа при апоптозе клеток U937, вызванном стауроспорином (Arrebola et al., 2005b).

Ряд исследователей считают, что изменение концентрации K+ во внутриклеточной воде изменяет при апоптозе состояние каспаз.

Следует отметить, что при апоптозе, не сопровождающемся дегидратационным сжатием, как это происходит при апоптозе клеток U937, вызванном этопозидом, тоже наблюдаются существенные изменения соотношения K+/Na+ в клетке, но при неизменном суммарном содержании K+ и Na+ (Yurinskaya et al., 2005a). Показано, что изменение ионного состава клеток с помощью ионофоров (валиномицина, нигерицина и амфотерицина B) может индуцировать апоптоз у клеток разного типа.

Изменение внутриклеточного содержания и концентрации Na+.

Рост концентрации Na+ во внутриклеточной воде от 15 до 30 мМ отмечали при апоптозе фибробластов мыши, индуцированном этопозидом. Измерения флуоресценции натриевого зонда (SBFI) в этой работе проводили в монослое клеток (Barbiero et al., 1995). Аналогичные данные получены тоже по флуоресценции SBFI, но методом проточной цитометрии на клетках Jurkat при апоптозе, индуцированном через Fas_рецептор (Bortner et al., 2001).

Увеличение содержания Na+ от 52 до 197 мкмоль на 1 г сухой массы при апоптозе клеток U937, вызванном ультрафиолетовым облучением, показано с помощью рентгеновского микроанализа (Fernбndez-Segura et al., 1999). Тем же методом нашли, что у моноцитов человека при апоптозе, вызванном окисленными липопротеидами, содержание натрия увеличивается от 42 до 103 мкмоль на 1 г сухой массы (Skepper et al., 1999). Увеличение внутриклеточного содержания Na+ от 63 до 143 параллельно с уменьшением содержания K+ с 416 до 216 мкмоль на 1 г сухой массы показано с помощью рентгеновского микроанализа на клетках U937, апоптоз которых индуцировали стауроспорином (Arrebola et al., 2005b).

При анализе связи между изменением ионного состава и изменением водного баланса клетки существенны изменения не концентраций K+ и Na+ во внутриклеточной воде, а изменение их содержания. Решающую роль в том, состоится AVD или нет, играет соотношение между убылью содержания K+ и ростом содержания Na+. Если уменьшение внутриклеточного содержания K+ при апоптозе не покрывается увеличением содержания Na+, то суммарное содержание K+ и Na+ уменьшается и можно ожидать уменьшения объема клетки. При апоптозе тимоцитов крысы, вызванном дексаметазоном, снижение внутриклеточного содержания K+ составляло 0.49 ммоль на 1 г белка, а увеличение внутриклеточного содержания Na+ - 0.25 ммоль на 1 г белка (Yurinskaya et al., 2005b). Апоптоз клеток U937 при 4_часовом действии стауроспорина также сопровождался снижением внутриклеточного содержания K+ от 1.10 до 0.78 ммоль на 1 г белка и ростом содержания Na+ от 0.30 до 0.34 ммоль на 1 г белка (Yurinskaya et al., 2005a). Во всех перечисленных случаях наблюдали AVD.

Изменение внутриклеточного содержания и концентрации Cl и P.

Снижение содержания в клетке катионов должно сопровождаться снижением содержания анионов.

На клетках U937, апоптоз которых был вызван стауроспорином, по данным рентгеновского микроанализа содержание Cl снижается от 143 до 103 ммоль на 1 кг сухой массы, а содержание P не изменяется (Arrebola et al., 2005b). При апоптозе этих клеток, вызванных ультрафиолетовым облучением, по данным той же группы исследователей, содержание Cl уменьшалось от 156 до 115 мкмоль, а содержание P составляло 299 и 314 мкмоль на 1 г сухой массы (Fernбndez-Segura et al., 1999). При апоптозе, вызванном окисленными липопротеидами, на моноцитах человека методом рентгеновского микроанализа показано снижение содержания Cl от 152 до 58, а P - от 672 до 465 мкмоль на 1 г сухой массы (Skepper et al., 1999). Содержание «не проникающих через клеточную мембрану» анионов, которое можно оценить по разности содержания в клетках катионов K+ и Na+, и «проникающих» анионов Cl- и H PO 3 4 - при апоптозе либо не изменяется (Fernбndez-Segura et al., 1999), либо уменьшается (Skepper et al., 1999; Arrebola et al., 2005b).

Изменение внутриклеточного pH.

Большинство исследователей отмечают подкисление цитоплазмы при апоптозе примерно на 0.3-0.4 ед. pH.

Впервые это было показано на клетках HL60 (Barry, Eastman, 1992

По данным Ланга с сотрудниками (Lang et al., 2000), в случае CD95_индуцированного апоптоза клеток Jurkat закисление внутриклеточной среды связано с ингибированием Na+/H+-обмена. Аналогичные результаты получены для клеток Molt4, CEM и K562 (Rich et al., 2000).

Подкисление цитоплазмы наблюдали при рецепторной, митохондриальной и каспазонезависимой индукции апоптоза. При рецепторном запуске апоптоза снижение pH наблюдали после активации каспаз. При митохондриальном запуске апоптоза закисление, по данным некоторых авторов, предшествует активации каспаз (Furlong et al., 1998; Matsuyama, Reed, 2000). Обнаружена pH_чувствительная эндонуклеаза, играющая, как полагают, важную роль во фрагментации ДНК (Barry, Eastman, 1993). С другой стороны, на клетках CEM было показано, что при апоптозе, вызванном дексаметазоном и этопозидом, подкисление несущественно для эффекторной стадии развития апоптоза. Максимум активности каспазы 3 достигался в этом случае при нейтральном pH (Benson et al., 1999).

Изменение разности электрических потенциалов на клеточной мембране

Снижение мембранного потенциала при апоптозе тимоцитов, окрашенных потенциал-чувствительным красителем DiOC6, наблюдали после изменения митохондриального мембранного потенциала; деполяризация наступала в присутствии тетрапентиламмония - блокатора K+-каналов (Dallaporta et al., 1999). Сообщалось об уменьшении разности потенциалов на плазматической мембране клеток Jurkat при Fas_индуцированном апоптозе и апоптозе, вызванном тапсигаргином (Bortner et al., 2001). Деполяризация, выявленная в этой работе по изменению флуоресценции DiBAC4 с помощью проточной цитометрии клеток, предшествовала уменьшению объема клеток, которое определяли по малоугловому светорассеянию. Деполяризация мембраны, связанная, как полагают, с деградацией натриевого насоса, обнаружена путем электрических измерений на тимоцитах крысы, апоптоз которых вызывали глюкокортикоидами (Mann et al., 2001). Деполяризация в этом случае наступала одновременно с клеточным сжатием. Описана каспазозависимая

деполяризация клеток MCF7 при апоптозе, индуцированном стауроспорином, которую авторы связывают с нарушением работы натриевого насоса (Dьssmann et al., 2003). На клетках U937 при Fas- и As2O3_индуцированном апоптозе также наблюдали деполяризацию плазматической мембраны, причем в случае Fas_индукции деполяризация была каспазозависимой.

Механизмы изменения внутриклеточного ионного состава при апоптозе

Два фактора обусловливают характерное для всех клеток асимметричное распределение однозарядных ионов между цитоплазмой и средой: 1) наличие в плазматической мембране транспортеров, способных переносить ионы через мембрану против градиента их электрохимического потенциала за счет гидролиза АТФ или за счет движения через мембрану по градиенту каких-либо других ионов или незаряженных молекул (рис. 4); 2) наличие внутри клетки анионов, которые не способны выходить из нее в среду. На K+ приходится около 1/3 общей осмотической активности внутриклеточных компонентов.

Содержание K+ в клетке зависит от содержания в ней непроникающих анионов и от состояния соответствующих трактов переноса K+ через клеточную мембрану. На распределение K+ влияет распределение других ионов, в частности Na+ и Cl-, которое в свою очередь зависит от состояния путей их переноса через мембрану.

Na+, K+-АТФаза играет ключевую роль в поддержании низкой концентрации в клетке Na+ и высокой концентрации K+. Ряд данных указывает на снижение активности насоса при апоптозе (см. обзор: Yu, 2003b). Деградация

обеих субъединиц натриевого насоса при апоптозе тимоцитов, вызванном дексаметазоном, показана методом иммуноблотинга (Mann et al., 2001). Деградация каталитической и регуляторной субъединиц Na+, K+-АТФазы,

уменьшение входного уабаин-чувствительного потока Rb+ и проапоптозное действие уабаина (ингибитора Na+, K+-АТФазы) при Fas_индукции показаны на клетках Jurkat (Bortner et al., 2001). Деградация регуляторной субъединицы Na+, K+-АТФазного насоса показана при апоптозе клеток MCF7, индуцированном стауроспорином (Dьssmann et al., 2003). Существенное уменьшение уабаин-чувствительного входного потока Rb+ наблюдали при апоптозе клеток P31, вызванном амфотерицином B (Marklund et al., 2001). Рентгеновский микроанализ показал, что апоптоз клеток U937, вызванный стауроспорином, сопровождается снижением входного потока рубидия через натриевый насос (Arrebola et al., 2005a, 2005b).

При CD95_индуцированном апоптозе клеток Jurkat были отмечены уменьшение числа сайтов связывания уабаина и изменение константы связывания, что, по мнению авторов, указывает на конформационные изменения соответствующей субъединицы натриевого насоса (Nobel et al., 2000). Описано уменьшение общего уровня АТФ в апоптозных клетках, которое, по мнению некоторых авторов, может быть причиной снижения активности насоса. В связи с этим необходимо отметить, что, по другим данным, на клетках HeLa, PC12 и U937 при апоптозе, вызванном стауроспорином, фактором TNF или этопозидом, уровень АТФ в цитозоле возрастает (Zamaraeva et al., 2005).

Большая группа работ посвящена исследованию влияния уабаина на апоптоз.

На трансфицированных клетках PW с повышенной экспрессией Bcl_2 показано увеличение активности Na+, K+-АТФазы, сопряженное с увеличением устойчивости к апоптозу. Эффект снимался ингибитором натриевого насоса уабаином (Gilbert, Knox, 1997).

Увеличение клеточного сжатия при действии уабаина наблюдали при CD95_индуцированном апоптозе клеток Jurkat. Авторы пришли к выводу о том, что ингибирование Na+, K+-АТФазы способствует апоптозному уменьшению объема клетки (Nobel et al., 2000). Усиление апоптоза активированных лимфоцитов уабаином наблюдали при Fas_индуцированном апоптозе (Esteves et al., 2005). Противоположный результат был получен при исследовании апоптоза, вызванного ультрафиолетовым облучением, на клетках HL60, у которых изменения содержания субъединиц Na+, K+-АТФазы не было. Инкубация клеток с уабаином приводила к снижению числа клеток с уменьшенным объемом и уменьшению числа апоптозных тел по результатам проточной цитометрии (McCarty, Cotter, 1997). Эти различия, возможно, обусловлены тем, что в одном случае имел место рецепторный, а в другом - митохондриальный механизм индукции апоптоза.

По данным Орлова с сотрудниками (Orlov et al., 1999), при апоптозе гладкомышечных клеток уабаин подавляет каспазную активность независимо от типа индуктора.

K+-к а н а лы. Насчитывают по крайней мере 14 разновидностей K+-каналов, так или иначе причастных к апоптозу. Показано, что апоптоз может быть предотвращен блокированием K+-каналов. Так например, при апоптозе эозинофилов уменьшение размеров клеток ингибируется блокатором K+-каналов 4_аминопиридином (Beauvais et al., 1995).

При апоптозе, индуцированном через рецептор или действием стауроспорина, в клетках HeLa и U937 не наблюдали уменьшения клеточного объема в присутствии хинина и бария (Maeno et al., 2000). AVD лимфоцитов предотвращалось при блокировании кальций-чувствительных калиевых каналов хинином, клотримазолом или харибдотоксином (Elliot, Higgins, 2003).

Показано, что при апоптозе изменяется состояние K+-каналов (Lang et al., 2006). Увеличение интегральной проводимости калиевых каналов KV наблюдали при индукции стауроспорином апоптоза гладкомышечных клеток

(Ekhterae et al., 2001). Увеличение проводимости калиевых каналов maxi-K показано при апоптозе гладкомышечных клеток (Krick et al., 2001). На клетках Jurkat при Fas_индуцированном апоптозе наблюдали увеличение активности каналов KV 1.3 (Storey et al., 2003). Противоположный результат был получен при исследовании Fas- и керамидиндуцированного апоптоза на клетках Jurkat, у которых было обнаружено уменьшение интегральной проводимости каналов KV 1.3 (Szabт et al., 1996; Gulbins et al., 1997). На основании компьютерного моделирования ионного и водного баланса клеток при апоптозе Верениновым с сотрудниками (2004б) было сделано заключение о том, что существенное уменьшение объема вследствие изменения интегральной проводимости K+-каналов возможно лишь в ограниченных условиях и только у клеток определенного типа.

Активацию потенциалзависимых Na+-к а н а л о в отмечали при апоптозе нейронов, вызванном кислородным голоданием (Banasiak et al., 2004). Ингибитор Na+-каналов сакситоксин предотвращал индуцированный через Fas_рецептор апоптоз клеток Jurkat (Bortner, Cidlowski, 2003). Показано влияние на уменьшение объема клеток при апоптозе активности Cl_к а н а л, играющих важную роль в реакции регуляторного изменения объема при гипотонии (Maeno et al., 2000). Выход Cl - через каналы ORCC наблюдали при Fas_индуцированном апоптозе клеток Jurkat (Szabт et al., 1998). Активацию Cl_каналов VSOR наблюдали при апоптозе клеток HeLa, индуцированном стауроспорином, Fas или TNF (Shimizu et al., 2004). Активация тех же каналов отмечена при апоптозе кардиомиоцитов мыши (Wang et al., 2005; Okada et al., 2006).

Д р у г и е т р а к т ы. Имеются указания на то, что спонтанный апоптоз тимоцитов сопровождается активацией Na+/H+-обменника, Na+/HCO3 - /CO3 2 - - к о т р а н спо р т е р а и Cl-/HCO3 - - обменника (Tsao, Lei, 1996).

Ингибирование Na+/H+-обменника отмечено при апоптозе клеток Jurkat, Molt4, CEM и K562 (Lang et al., 2000; Rich et al., 2000). Ингибирование Na+/K+/2Cl_котранспо р т е р а показано на клетках P31, апоптоз которых индуцировали амфотерицином B (Marklund et al., 2001).

Размещено на Allbest.ru