Исследование дафнии, как ценного объекта культивирования, являющегося основой стартового корма рыб

Для получения более мелких партий в качестве культиваторов используют сосуды кристаллизованные толстостенные, или батарейные стаканы объемом 2-5 куб., которые наполняют на 2 объема культивационной водой, сажают туда самок дафний среднего размера с выводковыми камерами, заполненными эмбрионами, и неплотно прикрывают культиваторы (от попадания пыли и для уменьшения испарения) пластинами из стекла или оргстекла толщиной не менее 6мм. Для пересадки в культиваторы можно отобрать взрослых самок с помощью фильтрования культуры через крупное сито (размер ячеек 1800-2200 мкм). Маточная культура дафний поддерживается в одном или двух сосудах. Ежедневно утром с поверхности воды в сосудах, в которых культивируются рачки, стерильной марлевой салфеткой снимается дрожжевая и бактериальная пленка. После этого вода вместе с рачками осторожно переливается в чистый культиватор так, чтобы накопившийся осадок остался на дне. В чистый культиватор добавляется свежая порция культивационной воды. Таким образом, ежедневно проводится очистка поверхности воды и дна сосуда, в котором культивируются рачки. Аэрирование воды в культиваторах с дафниями не допускается.

Один или два раза в неделю осуществляется пересадка культуры в свежую культивационную воду (частота пересадки определяется содержанием растворенного кислорода в культиваторах).

Плотность маточной культуры 20-25 особей на 1 дм. культивационной воды. Не допускается использование молоди маточной культуры для биотестирования.

Биотестирование воды и водных вытяжек проводят только на синхро-ниизированной культуре дафний. Синхронизированной является одновозрастная культура, полученная от одной самки путем ациклического партеногенеза в третьемпоколении. Такая культура генетически однородна. Рачки, ее составляющие, обладают близкими уровнями устойчивости к токсическим веществам, одновременно созревают и в одно время дают генетически однородное потомство. Для получения синхронизированной культуры отбирают одну самку средних размеров с выводковой камерой, заполненной эмбрионами, и помещают в химический стакан объемом 250 см., заполненный культивационной водой на 200 см.. Появившаяся молодь переносится в кристаллизатор (25 особей на 1 дм. воды) и культивируется указанным способом. Полученная третья генерация является синхронизированной культурой и может быть использована для биотестирования в возрасте 6-24 часов.

Для непрерывного осуществления массовых анализов на токсичность различных сред, при большом количестве проб необходимо культиви-рование 4-5генетически однородных синхронизированных культур, отличающихся друг от друга по возрасту. Ежедневно осуществляется очистка поверхности воды и дна культиваторов.

Пересадка плодоносящих самок в свежую культивационную воду осу-ществляется один раз в неделю. Родившуюся молодь ежедневно отсаживают и используют для биотестирования.

Оптимальное количество корма и соблюдение режима кормления - одно из основных условий получения удовлетворительных результатов биотестирования, так как изобильное кормление может привести к снижению чувствительности тест-организмов, засорению фильтрующего аппарата дафний и сокращению содержания растворенного кислорода в культивируемой среде. Недостаточное питание приводит к неадекватному реагированию дафний на воздействие токсических веществ.
Кормят маточную и синхронизированную культуру дафний ежеднев-но, один раз в сутки, добавляя 7-10 см. концентрированной водорос-левой суспензии на 1 дм. культивационной воды 1-2 раза в неделю добавляя дополнительно 3 см. дрожжевой суспензии на 1 дм. культивационной воды.

Дафний кормят также ежедневно, один раз в сутки, добавляя 1 см. концентрированной или разбавленной в два раза дистиллированной водой водорослевой суспензии на 100 см. воды. Достаточность питания тест-организмов подтверждается удовлетворительными результатами контроля.

Перед кормлением температуру дрожжевой и водорослевой суспензии доводят до комнатной.

3.2 Методы промышленного разведения дафний

В настоящее время применяются два метода промышленного разведения дафний.

Первый метод разработан М. М. Брискиной для лососевых рыбоводных заводов, а второй метод М. К. Аскеровым для осетровых рыбоводных заводов.

Оба метода предусматривают разведение дафний в цементных прямоугольных бассейнах.

Их длина 12 м, ширина 3-4 м, высота 0,6-0,7 м.

Для дафний кормом служат водоросли и бактерии, культивируемые в этих же бассейнах.

Бассейны должны быть нефильтрующими и спускными полностью.

Перед добавлением в бассейны маточного материала (культуры дафний) и удобрений их следует хоршенько вымыть и заполнить водой, процеженный через шелковый мельничный газ (планктонную сетку) для предотвращения заноса личинок насекомых, нитчатых водорослей, вольвокса, циклопов, листоногих рачков и других ненужных организмов.

Затем в заполненные водой бассейны добавляют удобрения. В это же день или спустя;1-2 дня в бассейны сажают маточный материал (дафний) в количестве 30-150 г/м3, т.е. делают так называемую зарядку бассейнов.

Получение хороших и устойчивых результатов при культивировании дафний в значительной мере зависит от абиотических факторов внешней среды, оптимальные показатели которых следующие: температура 20-24 0С, содержание кислорода 6-7 мг/л и рН 7,6-8,0.

Скорость созревания культуры дафний зависит от многих причин: от количества и качества вносимого в бассейн маточного материала и удобрения, от гидрохимического и термического режима.

Так, например, по сведениям М. М. Брискиной, при внесении в бассейн маточного материала в количестве 30-40 г/м созревание культуры дафний продолжается 25-30 дней при температуре 18-20 0С и 18-20 дней при температуре 23-25 0С.

Сроки созревания культуры дафний находятся также в прямой зависимости от количества вносимого в бассейн маточного материала, что можно видеть из следующих данных.

Таблица 1. Сроки созревания культуры.

Количество внесенного маточного материала (кг. дафнии)	Число дней от зарядки до съема культуры
0,5	10-12
1	8
2	5-6
3	3-4

Готовую культуру дафний можно периодически облавливать, изымая прирост продукции. Ловят дафний сачком, изготовленным из шелкового мельничного газа.

Диаметр обруча сачка равен 50-60 см.

Ловят дафний в местах большого их скопления, обычно ввдоль стенок бассейна и углах.

Чтобы не травмировать дафний при отлове, их не следует накапливать в большом количестве, в сачке, а необходимо периодически переносить в ведро с водой.

Посадив в бачек примерно 1 кг дафний, его нужно сразу принести в цех выращивания малька рыб.

При разведении дафний бассейны используют без смены, воды на протяжении 6 месяцев.

В качестве удобрений используют кормовые дрожжи, которые вносят в бассейны в первый день из расчета 16 г/ж3, а в последующие дни-г по 8 г/м3.

Маточный материал культуры дафний вносят в количестве 30-40 г/м3.

Перед внесением в бассейн дрожжи предварительно измельчают и замачивают в воде.

Образовавшуюся дрожжевую суспензию распределяют равномерно вдоль стенок бассейна.

Если дрожжи дадут вспышку массового развития протококковых водорослей (вода станет зеленой), то временно прекращают удобрять бассейн.

Ежедневное внесение дрожжей в бассейн возобновляют (по 8 г/л3) лишь тогда, когда вода станет светлеть, что будет указывать на выеданиеводорослей дафниями.

Потомство одной самки Daphnia magna за 38 дней достигает 450 экз.

При наличии в бассейне 50% взрослых особей дафний и 50% молоди при благоприятных температурных условиях (20-24° С) можно ежедневно снимать прирост продукции в количестве 0,8--1,0 кг с бассейна (30-35 г/м3).

Расход дрожжей на получение 1кг дафний составляет 200-300 г.

Для разведении дафний бассейны используют без смены воды в промежутке времени 20-25 дней.

В качестве удобрений используют кормовые дрожжи и азотистые соли,сульфат аммония или аммиачную селитру.

Минеральные удобрения вносят в заполненный бассейн водой из расчета 13 мг азота на 1 л воды, т.е. 37,5 г аммиачной селитры или 65 г сульфата аммония на 1 м3 воды.

Перед внесением в бассейн азотистую соль растворяют в воде.

Полученный раствор равномерно распределяют по всей площади бассейна; Спустя 3-4 ч после внесения в бассейн минерального удобрения в него вносят дрожжи в виде дрожжевой суспензии влколичестве 20, г/м3:

Дрожжевую суспензию распределяют вдоль стенок бассейна.

Затем сажают маточный материал культуры дафний в количестве 50-150 г/м3.

В последующие дни бассейн удобряют через каждые 5 дней как дрожжами, так и азотистой солью из расчета 50% от первоначальной нормы, т. е. 10 г дрожжей и 18,75 аммиачной селитры или 32,5 г сульфата аммония на 1 м3.

С каждого бассейна, ежедневно вылавливают 1--2 кг дафний, что соответствует 33--36 г/м3.

Для получения 1 кг дафний расходуют от 70 до 450 г дрожжей и 6т 40 до 750 г аммиачной селитры (сульфата аммония от 240 До 1300 г).

В открытых прудах дафний разводят для подращивания личинок и улучшения кормовой базы пруда. Мальки практически всех видов рыб потребляют дафний, а многие рыбы-планктофаги питаются ими всю жизнь.

Если по какой-то причине невозможно увеличить биомассу зоопланктона в пруду, используют бочки, бассейны и ямы. Все эти емкости могут быть устроены рядом с прудом. Суточная продукция дафний составляет 40 г/м3 Бассейны предпочтительны неширокие, так как рачки предпочитают держаться лишь у стенок. Можно соорудить емкости (бассейны) из бетона, пластика, дерева и т.д. Во избежание фильтрации дно ямы уплотняют глиной, обкладывают торфом, цементируют или покрывают полиэтиленовой пленкой. При заполнении емкости воду процеживают через капроновое сито ¦ 62 (размер ячеи 0,08 мм). Это не позволит попасть в бассейн личинкам насекомых и нитчатым водорослям. Глубина воды - 0,5 м. После того как вода отстоится, вносят кормовые дрожжи из расчета 16 г/м3. Позже, через 3-4 дня, дозу снижают вдвое. Дрожжи вносят до тех пор, пока вода не зацветет.

Для получения 1 кг дафний расходуют 200 г дрожжей.
Культуру дафний лучше всего заготавливать в мелких, хорошо прогреваемых водоемах (в озерах этих рачков находят в заросших участках). Размножаться дафнии начинают при температуре воды от 8-100С, когда из эфиппиумов (яиц) появляются самки. Эти самки дают 20-30 поколений. От одной самки за 38-40 дней можно получить 450 экз. Оптимальная температура воды для развития дафний 22-250С. За одну генерацию откладывается 80 яиц. Созревание культуры наступает через 18-20 дней. Отлавливают дафний сачком. Отобранный планктон процеживают через металлическое сито с диаметром ячеи 1-2 мм. Оставшихся на сетке крупных рачков сбрасывают в бассейн.

За счет дафниевых ям обогащение кормовой базы пруда происходит постоянно, если в них доливать воду с тем, чтобы она переливалась в пруд самотеком.

Компостом для питания зоопланктонных организмов служит скошенная трава, перемешанная с навозом и уложенная на дне ямы. Сверху она засыпается негашеной известью, и все это покрывается землей.
В залитую водой дафниевую яму глубиной 0,6 м вносят 1 кг/м3 свежего навоза и 10 г культуры дафний, через 7-10 дней добавляют 0,5 кг/м3 навоза. Отлавливают или выпускают дафний в пруд через 2-3 недели, для чего перемычку между ямой и прудом разрушают.

Глава 4. Методическая часть

4.1 Изучение роста популяции Daphnia magna в лабораторных условиях

Изучение закономерностей роста популяции Daphnia magna является важным и актуальным для решения задач обеспечения продовольствием общества. «Популяция представляет собой важнейшую в экологическом понимании развивающуюся единицу. Она может существовать длительное время при оптимальных условиях среды и наличии питательных веществ, являясь при этом живым элементом экосистем. Основным свойством популяции является ее беспрерывное изменение, движение, динамика, что сильно влияет на продуктивность, биологическое разнообразие и устойчивость систем» Согатова И. Б., Тагирова Н. А., Овинникова В. В. Руководство по промышленному культивированию в садках планктонных животных кормления личинок и молоди рыб. - М., 2012. С. 98..

Целью исследования стало - изучение роста популяции Daphnia magna в лабораторных условиях для получения данных, позволяющих в дальнейшем определить технологические параметры процесса выращивания живого корма - Daphnia magnа.

Активные исследования дафний, для использования их в рыбоводстве проводились в СССР в период с 1960 по 1990 года: Богатова И. Б. 1971, 1980, 1992; Аскеров М.К., 1965; Балушкина, Е.В., 1997; Брискина, М. М., 1957 Васильева, Г.А., 1959 Галковская, Г.А.,1979. Однако, в последствии использование технологий выращивания дафний для получения «живого корма» не имело широкого распространения.

Целью исследования стало - изучение роста популяции Daphnia magna в лабораторных условиях для получения данных, позволяющих в дальнейшем определить технологические параметры процесса ее выращивания применительно к климатическим и производственным условиям средней полосе России

В начале исследования были выдвинуты гипотезы о том, что рост дафний в замкнутом пространстве и с регулярной подкормкой соответствует логистическому типу роста популяции и что возможно найти такие условия кормления дафний и обновления среды обитания, которые бы способствовали максимально возможной плотности популяции дафний, при этом необходимо получить подтверждение данных в большем объеме воды.

В ходе исследования преследовались следующие задачи:

1. Определить тип роста популяции Daphnia magna.

2. Определить поддерживающую емкость среды, т.е. максимальный размер популяции, которая может существовать определенном объеме и при регулярной подкормке.

3. Определить период, необходимый для выхода популяции на максимальный уровень, при различных исходных данных численности популяции.

В ходе исследования были поставлены следующие эксперименты:

Изучение роста популяции Daphnia magna от разновозрастной культуры с плотностью посадки 20 экз/л в 3-х повторностях, объем воды в 1 повторности 0,5 л.

1. Изучение роста популяции Daphnia magna от 1 материнской особи в объеме воды 3 л.

2. Изучение роста популяции Daphnia magna от разновозрастной культуры с плотностью посадки 20 экз/л (общий объем воды 3 л).

Рост культуры Daphnia magna оценивался прямым подсчетом численности дафний с периодичностью 1-2 суток.

В процессе эксперимента было выявлено, что в начале экспериментов происходит быстрый рост численности популяции. Длительность этой фазы роста популяции во всех трех опытах составила 7-8 суток. Максимально достигнутая плотность посадки дафний составила: в первом эксперименте 1461 экз/л.; во втором эксперименте - 425экз/л; в третьем 696 экз/л Интересно, что период за который численность популяции дафний достигла максимального значения составила: в 1-ом эксперименте - 9 суток, 2-ом эксперименте - 24 сутки, и в 3-ем эксперименте- 15 суток.

Таблица 2. Уровень стабильной численности популяции.

Показатель	1 эксперимент	2 эксперимент	3 эксперимент
Средняя стабильная численность популяции	3600 экз. на 3 л.	1240 экз. на 3 л.	1270 экз. на 3 л.

Как видно из таблицы 2, уровень стабильной численности популяции дафний примерно одинаков в экспериментах с объемом емкости 3 литра и значительно выше в объеме 0,5 л.

После произведения оценки биомассы выращенных дафний, были получены следующие результаты:

В первом опыте дафнии отличались меньшими размерами. Однако суммарное значение биомассы дафний в пересчете на 3 литра все-же в 2,5 раза выше, чем во 2 и 3 экспериментах.

Таблица 3. Биомасса выращенных дафний в вариантах опыта.

Показатель	1 эксперимент	2 эксперимент	3 эксперимент
Общая биомасса выращенных дафний на конец опыта (по сухому веществу), г.	0,15 (3600 шт.)	0,06 (1248 шт.)	0,06 (1191шт.)
Масса 1 дафнии, мг.	0,042	0,048	0,050

Таким образом, максимальная плотность популяции дафний, или поддерживающая емкость среды, во всех трех экспериментальных образцах оказалась различной и зависящей от объема емкости, в которой проводился эксперимент, а также от среднего возраста популяции в период начальной фазы. Полученные результаты привели к следующим выводам:

1. Тип роста популяции Daphnia magna соответствует логистическому типу.

2. Максимальная плотность популяции дафний, или поддерживающая емкость среды, в проведенных экспериментах различна, но более 1200 экз на 3л/, и зависит от объема емкости в которой проводился эксперимент, а также от среднего возраста популяции в период начальной фазы.

3. Период за который численность популяции дафний достигает максимального значения составляет: в 1-ом эксперименте 24 суток, 2-ом эксперименте - 15 суток, и в 3-ем эксперименте - 9 суток

4.2 Поиск новых субстратов и кормовых смесей для культивирования Daphnia

Одним из ведущих факторов, определяющих успех культивирования брахионуса и моины, является полное удовлетворение их пищевых потребностей бактериофлорой и микроводорослями, а также обеспечение других благоприятных условий обитания.

До последнего времени для стимуляции развития бактериофлоры в культуральной среде широко использовали кормовые (гидролизные) дрожжи. Однако, как показывает опыт, применение их даже в высоких дозах малоэффективно и нерентабельно. В связи с этим, одной из первоочередных задач исследования становится поиск новых субстратов и кормовых смесей и выяснение их оптимального соотношения.

В процессе эксперимента проверяется эффективность использования кормовых дрожжей, обогащенных 6% лизином, глютена кукурузного сухого, сухих каротиноидных дрожжей, кукурузного экстракта в хлореллы. Все они, за исключением хлореллы, - хорошие стимуляторы развития бактериофлоры в культуральной среде. Не исключена возможность регенерации части клеток дрожжей, которые могли быть использованы непосредственно в питании культивируемыми гидробионтами.

Используемый кукурузный экстракт содержит примерно 40% действующего вещества. В глютене кукурузном сухом примерно 50% протеина, биологическая ценность которого по индексу незаменимых кислот теоретически составляет 57% (Горбатенький, Коварский, Бодрова 1979).
Проблема добавок хлореллы и других видов протококковых водорослей в рацион культивируемых видов коловраток и ветвистоусых не нова.

Известно, что еще Н. С. Гаевская (1941) на примере дафний, убедительно показала эффективность протококковых водорослей в качестве добавок к бактериально-дрожжевой смеси. Это подтвердилось исследованиями, проводившимися в последние годы на других видах беспозвоночных. Тем не менее нормативы оптимальной концентрации хлореллы в культуральной среде на различных этапах культивирования того или иного вида безпозвоночных отсутствуют.

Произвольное применение повышенных концентраций хлореллы может привести к перенасыщению культуральной среды кислородом и гибели рачков вод влиянием токсичности продуктов ее жизнедеятельности.» В этом отношении особенно опасны стареющие культуры хлореллы, выделяющие антибиотик хлораллин, подавляющий не только развитие дафнии, но развитие самой хлореллы. Дафнии на таких культурах растут медленно, живут всего 11-13 дней и погибают, не достигнув половозрлости. Установлено также, что не все виды и штаммы хлореллы пригодны для скармливания беспозвоночным» Согатова И. Б., Тагирова Н. А., Овинникова В. В. Руководство по промышленному культивированию в садках планктонных животных кормления личинок и молоди рыб. - М., 2012. С. 225..

В описываемом эксперименте использовались культуры местного штамма Chlorella vulgaris. Первоначально проверялась эффективность следующих кормовых смесей (пищевых субстратов): кормовые дрожжи (25%) + глютен (75%) + хлорелла; кормовые дрожжи (60%) + глютен (20%) + биокомплекс (20%) + хлорелла; кормовые дрожжи (80%) + глютен (20%) + хлорелла; кормовые дрожжи (100%) + хлорелла.

При этом один вариант опыта был проведен на чистой культуре хлореллы, другой - на глютене. Контролем в этом эксперименте служили те же кормосмеси, но бeз примеси хлореллы. За критерии полноценности кормовых смесей принимали продолжительность жизни Daphnia magna и Ceriodaphnia affiniа, сроки достижения ими половозрелости, количество выводков в течении жизни и общую плодовитость. Рачков кормили из расчета 10 мг. кормосмеси и 1,2-2,0 млн.кл/мл хлореллы.

Проведенный экперимент позволил выделить как наиболее полноценную кормосмесь № 2. В этом отношении показательны данные, приведении в табл.1. Похожие результаты показал и опыт с цериодафнией. Заслуживает внимания вариант, в котором дафний содержали на смеси кормовых дрожжей с хлореллой. По всем принятым показателям они практически не уступали особям предыдущего варианта. Это позволило использовать данную смесь в дальнейшей работе.

Таблица 4. Эффективность использования различных кормосмесей.

Вариант	Продолжительность жизни, дн.	Количество выводков, шт.	Общая плодовитость
Daphnia magna
Опыт	Смесь №1+хлорелла	1-6	864
	Смесь №2+хлорелла	5-7	1007
	Смесь №3+хлорелла	9-5	875
	Кормовые дрожжи + хлорелла	1-6	958
Контроль	Хлорелла	5-6	757
	Глютен	6-0	116
	Смесь №1+хлорелла	0	238
	Смесь №2+хлорелла	6	202
	Смесь №3+хлорелла	4	240
	Кормовые дрожжи	3	233
Ceriodaphnia affinis
Опыт	Смесь №1+хлорелла	9	78
	Смесь №2+хлорелла	3	89
	Смесь №3+хлорелла	4	44
	Кормовые дрожжи + хлорелла	9	73
Контроль	Хлорелла	6	25
	Смесь №1	7	48
	Смесь №2	6	61
	Кормовые дрожжи	7-0	60

Насколько существенна роль хлореллы при культивировании ветвистоусых видно из результатов контрольных вариантов. При использовании всех трех смесей, без примеси хлореллы, продолжительность жизни дафний, количество выводков и общая их плодовитость заметно уступали таковым в вариантах. Более высокие показатели получены в варианте с кормлением дафний чистой культурой хлореллы. Не оправдало себя кормление дафний и одними дрожжами.

Так же было установлено, что в водных эмульсиях, приготовленных из гидролизных дрожжей из расчета 10-12 мг/л, общее число бактерий, через 24-26 часов составляло в среднем 0,6 млн.кл/мл. Не менее эффективными стимуляторами оказались кукурузный экстракт и каратиноидные дрожжи, несмотря на то, что дозировки каждого из них были в 2 раза ниже. Например, в водных эмульсиях кукурузного экстракта, приготовленных из расчета 5 мг/л численность бактерий достигала 0,5, а каратиноидных дрожжей (5 мг/л) - 0,4 млн.кл/мл. Внесение их в культуральную среду позволяло поддерживать трофическую обеспеченность дафнии на достаточно высоком уровне. Например, уже в 1-й день культивирования дафнии после внесения кормосмеси в культиваторы общее число бактерий составляло 116,8-119,7 млн. кл/мл. На 7-й день ее культивирования численность их примерно удвоилась (206,1-290,4 млн.кл/мл). Такой же уровень развития бактериофлоры (в среднем 223,7 млн.) сохранился и на 11-й день эксперимента, несмотря на то, что общая биомасса дафнии к этому времени увеличилась в 13,6 раза.

На основании полученных результатов установлено, что для стимуляции роста бактериофлоры при культивировании дафнии наиболее рационально использовать смеси из кормовых (гидролизных) дрожжей, обогащенных 6%-ным лизином, из расчета 10 мг/л, кукурузного экстракта - 5 мг/л, каратиноидных дрожжей -- 5 мг/л и хлореллы -- 1,5-2,0 млн.кл/мл. Каждый компонент необходимо замачивать за 20-24 часа до внесения в культиваторы, а хлореллу добавлять ежедневно в свежем виде.

4.3 Оптимизация технологической схемы получения маточных культур

Маточные культуры дафнии наиболее целесообразно готовить раздельно. Возможно применение высушенных покоящихся яиц, заготовленные заблаговременно. Как показал опыт, эфиппии или покоящиеся яйца после высушивания при температуре 35-400С сохраняют жизнеспособность минимум 2 года. Это позволяет работать с одним и тем же клоном, воспитанным в условиях предложенной нами схемы культивирования.

При этом необходимо уделять особое внимание заготовке покоящихся яиц дафнии в специализированных цехах по их культивированию, как исходному материалу для проведения последующих работ. Для этих целей в сосудах объемом не менее 3-5 л (можно и в 50-60-литровых аквариумах) создают насыщенную чистую культуру дафнии. Когда популяция достигает высокой плотности, резко ухудшают условия содержания (прекращают кормление, снижают температуру среды), что приводит в последующие 2-3 дня к образованию эфиппий у самок дафнии. Осадок через густую ткань, затем переносят в чашку Петри, где раскладывают тонким слоем и высушивают при температуре 35-400С. Фильтрат помещают в бюксы, этикетируют и хранят в сухом виде.

Для получения исходной культуры того или иного вида, небольшое количество покоящихся яиц (5-10 мг) вносят в стаканы с водой объемом 50 мл, которые помещаются в сушильный шкаф с температурой 24-26 0С.

Период развития яиц - примерно 3-4 дня. За день до выклева молоди, для удовлетворения ее пищевых потребностей, в стаканы вносят культуру хлореллы из расчета 2-2,5 млн.кл/мл. Молодь рассаживают первоначально в небольшие сосуды (100-150 мл), а по мере роста численности, в зависимости от потребностей цеха в маточной культуре, переносят в большие емкости.

Исходный материал для приготовления маточной культуры можно получить и путем отлова в прудах, водохранилищах и других водоемах. Наиболее рационально использовать воду из естественного водоема. Она должна отвечать санитарно-гидрохимическим требованиям.

Для освобождения воды oт простейших, мелких коловраток и их яиц, проходящих через самую густую ткань, целесообразно предварительно ее подогреть до 55-60 0С, а затем охладить до необходимого уровня. Таким образом, обеспечивается сохранение маточных культур в относительно чистой среде не менее 5-7 дней, т.е. периода достижение предельной концентрации.

Чем выше начальная плотность гидробионта при подготовке маточной культуры, тем меньше время ее созревания. Это позволяет готовить маточные культуры в предельно сжатые сроки.

Растянутый период приготовления маточных культур приводят к неизбежному их засорению мелкими простейшими (циклидиум, еуплотес и стилонихия)и коловратками (ротария, лепаделла, лекане), которые обостряют пищевую конкуренцию и загрязняют культуральную среду продуктами метаболизма. Все это приводит к угнетению маточной культуры основных объектов, снижению их плодовитости, появлению самцов, эфиппиальных самок, и в итоге к потере культуры.

В процессе подготовки маточных культур, в целях равномерной обеспеченности пищевых потребностей культивируемых гидробионтов, суточную норму корма вносят в культиваторы в 4 приема с 6 до 23 ч.

Одним из первостепенных условий, обеспечивающих успешное культивирование дафнии, является температура культуральной среды. В руководствах по разведению дафниевых оптимальной считается 24-26°С. Учитывая высокую толерантность дафнии к температуре среды обитания, эксперимент проводился в диапазоне 26-28,0 0C. Экспериментальные данные и опытно-производственная проверка показали, что такие температурные пределы обеспечивали наиболее высокий прирост биомассы гидробионтов.

Естественно, что более интенсивный прирост биомассы дафнии, происходящий с повышением температуры в культиватоpax на 1,5-2,0 0С, потребовал внести некоторые коррективы в режим их кормления. К сожалению, этому важному вопросу до последнего времени не уделялось должного внимания. Показательны в этом отношении приведенные в литературе примеры кормления культивируемых гидробионтов от одного раза в 4-5 дней до 12 раз в сутки.

В процессе эксперимента практиковалось кормление моины и брахионуса в 4 приема (6.30-7.00, 11.30-12.00, 17.30-18.00, 20.00-22.30). Благодаря этому трофические потребности культивируемого объекта удовлетворялись течение суток равномерно, что в целом положительно отразилось на результатах культивирования. При автоматизации процесса кормление следует проводить 6 раз в интервале от 6.00-24.00, т.е. каждые 4 часа.

В связи с большой насыщенностью культуральной среды органикой обязательным условием культивирования является многократная ее аэрация (15-20 мин. каждые 3 ч) распылением струи воздуха по дну культиватора. Это способствует не только обогащению культуральной среды кислородом, но и ее перемешиванию. Технически аэрация культиваторов может осуществляться по-разному. Во время эксперимента использовался аквариальный микрокомпрессор BK-I, вполне обеспечивавший аэрацию 0,5 м3 среды.

Продолжительность процесса культивирования при разовой зарядке культиваторов дафнией не должна превышать 14-16 дней (5-6 дней -- накопительный период и 9-10 -- ежедневные съемы продукции). Более длительное время содержать культуры нерационально. Подобно маточным культурам они засоряются, иногда в массе, мелкими простейшими и коловратками, несмотря на самое тщательное фильтрование воды. Для частичного удаления их и продуктов метаболизма, накапливающихся в избытке в культуральной среде, целесообразно практиковать замену одной трети объема культиваторов свежей средой во время каждого третьего съема биомассы.

Заряжать культиваторы маточными культурами следует с таким расчетом, чтобы на накопительный период затрачивался минимум времени. Например исходя из расчета не менее 20-25 г/мі брахионуса и 60-70 г/мі моины.

За двое суток до внесения маточной культуры, культиватора заливается отстоянной и процеженной через шелковый газ водой, что предотвращает попадание в культиваторы крупных гидробионтов. В это жe время подается кормовая смесь, ко дню внесения маточной культуры создававшую благоприятные трофические условия. Хлореллу вводят в культиваторы зa один день до маточной культуры. Если поддерживать в них условия, соответствующие параметру предлагаемой схемы культивирования, период достижения максимального уровня развития и брахионуса, и моины можно сократить до 5-6 дней.

Вышеописанные кормовые смеси и технологические приемы культивирования дафнии ранее были испытаны как в лабораторных опытах, так и в полупроизводственных условиях.

Опыты проводили в 40-60-литровых аквариумах на отстоянной водопроводной воде. Маточную культуру, дафнии интродуцировали из расчета 32,0-44,6 г/мі (табл.3), Температуру культуральной среды поддерживали в пределах 26,0-28,0 С. Барботаж культуры - непрерывный. Кормление -- 3 раза в день. Биомассу дафнии в культиваторах устанавливали расчетным путем, перемножая вес одной особи (0,002 мг) на количество особей в oдном миллилитре.

Вес (V) разноразмерных групп определяли по уравнению, приведенному Н. М. Крючковой, В. Г. Кондратюк (1961), Л. А. Лебедевой (1968),(а = 0,0081; b = 3,0; l -- длина тела, мм).

Биомассу дафнии определяли также непосредственным взвешиванием фильтрата после доведения его до условно сырого состояния.

В результате, более высокие показатели биомассы (в среднем 358,9 г/м3) получены в варианте, где в качестве кормовых субстратов использовали все три компонента предлагаемой кормосмеси. При этом следует учесть, что исходное состояние культуры в данной варианте было заметно ниже, чем в остальных двух, чем, по-видимому, объясняется и более продолжительный накопительный период культуры до достижения стационарной фазы. Однако, более удовлетворительная трофическая обеспеченность культуры способствовала более высокому темпу прироста продукции, равному в этой серии опытов в среднем 46,1% от общей биомассы дафнии, при максимуме 49,4 и минимуме 37,7%.

Во втором варианте опытов из состава кормосмеси были изъяты каратиноидные дрожжи, которые компенсировали повышением концентрации кукурузного экстракта до 10 мг/л. Кроме того, биомасса маточной культуры дафнии при зарядке культиваторов составляла 44,6 г/мі. Несмотря на это, среднесуточная биомасса равнялась всего 367,5г/мі, что примерно в 1,3 раза ниже, чем в предыдущем варианте.
В третьем варианте увеличили концентрацию кукурузного экстракта до 20 мг/л, но уменьшили вес маточной культуры при зарядке культиваторов до 37,5 г/мі. В результате среднесуточная биомасса дафнии повысилась до 298,3 г/мі.

Очевидно, для более рационального использования культиваторов необходимо изменить схему культивирования. Вместо проводимых ежедневных съемов части биомассы из всех культиваторов в период стационарной фазы предлагается доводить культуру до предельно возможной насыщенности и полностью ее отлавливать. Количество необходимых для эксплуатации культиваторов будет определяться ежедневными потребностями в живом корме.

4.4 Исследование влияния различных концентраций сапонина на жизненный цикл Daphnia magna (Straus)

Сапонины -- производные углеводов сахарной свеклы, относятся к категории токсикантов с сильным гемолитическим действием.Тем не менее предельно допустимые их концентрации в водоемах санитарно-бытового пользования в количестве 0,2 мг/л установлены только по органолептическим показателям вредности. Сведения же о их токсическом действии ограничены и в основном проверены только на нескольких видах рыб. Например, концентрация сапонина 6 мг/л убивaeт плoтвy, кpaснoпepкy, окyнeй и угрей через 8-10 часов; при 4 мг/л плотва гибнет через 18-20 чacoв; yrри при 3,3 мг/л -- через 24 -- 30 часов. Молодь белорыбиц и линей погибает при концентрации 4 мг/л через 3-5 часов, а пескари при 10 мг/л погибают через 23 часа. Молодь карпов и линей переносит концентрацию сапонина 5 мг/л до 120 часов.

В лабораторных условиях было проверено действие различных его концентраций на аквариумных рыбках гуппии. Смертельной для них оказалась концентрация 5 мг/л, при которой они погибали в течение двух часов. По данным В. В. Метелева и др., сапонин оказывает на рыб как локальное действие, разрушая у них респираторный эпителий жабр, так и гемолитическое - вызывая гемолиз эритроцитов.

Совершенно не изучено действие сапонина на водные растения и беспозвоночных гидробионтов, хотя выяснение этих взаимоотношений приобретает не только общетеоретический, но и прикладной интерес. Особенно это важно в условиях России в местностях с развитой сахарной промышленностью, сбрасывающей в хозяйственные, в том числе рыбохозяйственные, водоемы сточные воды сахароперерабатывающих предприятий.

«Выбор для эксперимента Daphnia magna как объекта исследований был не случайным. Как известно, этот рачок принято считать одним из очень чувствительных тест-объектов на самые различные токсические вещества, включая контактные инсектициды. При постановке экспериментальных работ с Daphnia mаgna была сделана попытка выяснить предельно допустимые концентрации сапонина для различных возрастных групп рачка и действие различных концентраций данного токсиканта на продолжительность жизни, сроки наступления половозрелости, количество пометов в течение жизни самки и промежутки между ними, количество отродившейся молоди в каждом очередном помете и в целом в течение жизни.

Предварительно была поставлена серия острых опытов с целью определения верхних параметров токсичности сапонина на дафнии. В результате оказалось, что как для однодневной молоди, так и для половозрелых особей рачка смертельной концентрацией является 5 мг/л. При такой концентрации все подопытные дафнии погибали в течение 44-56 часов. Летальной оказалась и концентрация 4 мг/л, при которой, примерно в такие же сроки, погибало 30-40% дафний и резко проявлялись признаки отравления у остальных» Аскеров М. К. Биотехника разведения живых кормов на Куринском экспериментальном осетровом заводе. -- В кн.: Материалы совещания по вопросам рыбоводства. М., 2012. С. 98..

Принимая указанные концентрации за основу, было поставлено 4 серии опытов (каждая в шести повторностях) с концентрациями сапонина 2; 1,0; 0,5; 0,2 мг/л и контроль. Для наблюдений использовали однодневную молодь, которая отродилась от дафний, содержащихся в соответствующих концентрациях до начала постановки опытов. В каждый стаканчик с объемом раствора 10 cм³ отсаживали по одной особи. Температура во время проведения опытов поддерживалась на уровне 24-26 0С одинаковым для всех серий опытов режимом кормления рачков смесью Chlorella + Scenedesmus. Полную смену растворов в опытах и контроле проводили каждый третий день.

Через месяц был поставлен аналогичный по методике эксперимент с тем лишь отличием, что в качестве подопытных рачков была использована молодь, родившаяся в пятом помете предыдущей серии опытов. «Отсаживали эту молодь в соответствующие концентрации сапонина. Но было допущено и одно исключение. Была взята молодь дафнии, отродившейся в предыдущем опыте при концентрации сапонина 2 мг/л, и отсадили ее в серию опытов с концентрацией сапонина 4 мг/л. Этим мы преследовали цель выяснить наследственную адаптивную способность данного вида дафний к концентрациям сапонина, близким к летальным. Влияние принятых нами различных концентраций сапонина в первую очередь отразилось на абсолютной плодовитости дафний» Там же С. 112.. Если принять суммарную плодовитость дафний за время наблюдений в контроле за 100%, то в опыте с минимальной концентрацией токсиканта (0,2 мг/л) плодовитость рачков снизилась на 20%, а в опыте с максимальной концентрацией (2 мг/л) - на 43%.

Имеются некоторые основания судить и о влиянии сапонина на продолжительность жизни дафний. Например, если в контрольной серии опытов дафнии жили в среднем 37 дней, с колебаниями от 24 до 51 дня, то в опытах с концентрацией сапонина 2 мг/л, средняя продолжительность жизни дафний составляла всего 27 дней и колебалась у отдельных рачков от 11 до 33 дней. С уменьшением концентрации токсиканта в опытах до 0,2 мг/л длительность жизни у рачков возросла в среднем до 35 дней, с колебаниями от 19 до 47 дней.

В то же время «каких-либо отклонений в сроках развития подопытной молоди до наступления половозрелости и времени рождения первого помета не установлено. Во всех сериях опыта, так же как и в контроле, рождение первого помета совпадало с восьмым днём жизни. До этого все подопытные дафнии, независимо от концентрации сапонина, сбросили по 5 линек. Вместе с тем нельзя не обратить внимание на то, что в опытах с концентрацией сапонина 0,2 и 2 мг/л количество отрожденной молоди в первых двух пометах, а при концентрациях 2 мг/л и в третьем, было заметно выше, чем в контроле, что, по-видимому, обусловливается первоначальным стимулирующим действием используемого токсиканта» Аскеров М. К. Биотехника разведения живых кормов на Куринском экспериментальном осетровом заводе. -- В кн.: Материалы совещания по вопросам рыбоводства. М., 2012. С. 118.

В дальнейшем количество молоди в каждом очередном помете всегда было ниже, чем в контроле. При этом ритм размножения подопытных дафний не нарушался. Обычно каждый очередной, помет молоди происходил через каждые 2-3 дня.

Заключение

В процессе написания работы были сделаны следующие выводы. Установлено, что дафния, достигающая в различных водоемах в сжатые сроки высокой плотности популяции и интенсивно поедаемая разновозрастной молодью рыб всех экологических групп, является доступным, высокопитательным кормовым организмом и содержит в среднем 58% белка, 17% жира и 10% углеводов при калорийности органического вещества 5,4 ккал/г.

Дафния является представителем организмов, традиционно причисляемых к «живой пыли». Это преимущественно небольшие ракообразные, относящиеся к семейству Daphniidae. Данное семейство, в свою очередь, входит в Cladocera, к которому также относятся гаммарусы, артемии и другие.

Партеногенез это способность самовоспроизводства без необходимости оплодотворения (разновидность бесполого размножения), когда потомство полностью повторяет генотип родителя, то есть фактически является его клоном, а любые различия физиологического состояния определяются условиями окружающей среды. Партеногенез позволяет дафниям быстро размножиться в благоприятных условиях (пища, температура и т.д..) вскоре после их появления из яиц. В природе, в конце весны, лета и начале осени (в зависимости от температуры, доступности пищи и присутствия продуктов их метаболизма), дафния размножается партеногенетически, рождая в среднем 10 потомков на каждую взрослую особь.

Скорость созревания культуры дафний зависит от многих причин: от количества и качества вносимого в бассейн маточного материала и удобрения, от гидрохимического и термического режима.

По результатам экспериментальных исследований определены оптимальные для массового развития дафнии значения ведущих абиотических факторов среды, которые положены в основу разработанного режима массового культивирования. Выявлено, что полноценным и перспективным кормом для мелких дафнии может служить дешевый продукт промышленной переработки биомассы хлореллы - мелкодисперсная сухая смесь.

Оценка хозяйственного значения и экономической эффективности предложенного способа культивирования босмин показала, что он достаточно прост, технологичен и экономичен. Это позволяет рекомендовать его для применения на действующих рыборазводных заводах и рыбхозах с целью получения дополнительного стартового живого корма для личинок рыб.

Список использованной литературы

1. Аскеров М. К. Биотехника разведения живых кормов на Куринском экспериментальном осетровом заводе. -- В кн.: Материалы совещания по вопросам рыбоводства. М., 2012.

2. Аксенова Е. И., Алдакимова А. Я., Идрисова Н. Х. Перспективы индустриального разведения живых кормов в рыбоводстве. М., 2012.

3. Антипчук А. Ф., Кражан С. А., Литвинова П. А., Мущак П. А. Использование хлореллы при выращивании ветвистоусых ракообразных (Daphnia magna) в замкнутых системах. -- Рыбное хозяйство, 2012.

4. Богатова И. Б., Тагирова Н. А., Овинникова В. В. Руководство по промышленному культивированию в садках планктонных животных кормления личинок и молоди рыб. - М., 2012.

5. Богатова И. Б. Возможности определения проблем экосистемы с помощью планктона. -М., 2012г.

6. Вогатова Л.А, Шмакова Н.Ю., Дафния, в рыбном хозяйстве. 2000.

7. Гаевская Н. С. О методах выращивания живого корма для рыб. Труды Моск.техн.института рыбной промышленности и хозяйства, 2012.

8. Зенин А.А., Белоусова Н.В. Гидрохимический словарь. Л., 2012.

9. Дементьев М. С. Биотестирование воды на Daphnia magna Straus. М., 2014.

10. Кражан С. А., Антипчук А. Ф., Литвинова Т. Г. Опыт культивирования Daphnia magna Straus на комбикорме и гидролизных дрожжах. Рыбное хозяйство, 2010 № 29.

11. Крючкова Н. М., Кондратюк В. Г. Зависимость фильтрационного питания от температуры у некоторых представителей отряда витвистоусых ракообразных. М., 2010.

12. Пименова М. Н., Максимова Н. И., Балицкая P. M. Некоторые данные по составу сопутствующей микрофлоры при массовом культивировании водорослей в открытых бассейнах. - Микробиология, 2010, том 31, вып.2.

13. Б.Е.Райков, М.Н. Римский-Корсаков. Зоологические экскурсии.М., 2012.

14. Максимова Н.И. Рыбная промышленность в России. М., 2012.

Размещено на Allbest.ru