Микрофлора колбасных изделий

Для обнаружения нероящихся О-форм можно проводить посев на поверхность агара Плоскирева. О-формы протея растут на этой среде в виде прозрачных колоний, слегка подщелачивающих среду, окрашивая ее в желтый цвет. Затем колонии пересевают в среду Крумвиде--Олькеницкого в модификации Ковальчука, которая при наличии бактерий из группы протея окрашивается в ярко-красный цвет (вследствие расщепления мочевины). В результате выделения сероводорода может образовываться черный осадок с возможным разрывом агарового столбика.

Идентификацию протея проводят по морфологическим признакам (это грамотрицательные палочки), способности к гидролизу мочевины и образованию сероводорода. Дополнительно изучают ферментацию глюкозы (положительный результат), лактозы и маннита (отрицательный результат), подвижность в висячей или раздавленной капле либо проводят посев уколом в столбик полужидкой среды.

Обнаружение полиморфных грамотрицательных палочек, подвижных, образующих характерный ползучий рост на скошенном мясопептонном агаре (по Шукевичу), сбраживающих глюкозу и мочевину, неферментрующих лактозу и маннит, указывает на наличие в продукте бактерий из рода протея.

микрофлора колбасный изделие

2.4 Стафилококки

Метод выявления стафилококков в продукте основан на определении морфологии, характера роста на питательных средах и способности отдельных стафилококков ферментировать лецитиназу и коагулировать цитратную плазму крови кролика под воздействием фермента коагулазы.

С этой целью из разведения анализируемой взвеси продукта в физиологическом растворе или пептонной воде (1 : 10) проводят посевы на МПБ, содержащий 6,5 % натрия хлорида. Через 24 ч после инкубирования проводят пересев на молочно-солевой агар для выявления пигмента и желточно-солевой агар для выявления лецитиназной активности. Посевы термостатируют 24 ч при температуре 36 ± 1 °С и 24 ч выдерживают при комнатной температуре, затем учитывают результат. На поверхности питательной среды колонии стафилококка имеют вид слегка выпуклых блестящих круглых колоний с ровным краем. На молочно-солевом агаре лучше выявляется пигмент (эмалево-белый или золотистый), а на желточно-солевом агаре колонии стафилококков могут образовывать «радужный венчик», что является одним из признаков их патогенности (лецитиназная активность).

Не менее чем из 5 подозрительных колоний готовят препараты, которые окрашивают по Граму. При наличии стафилококков обнаруживают грамположительные кокки, располагающиеся неправильными гроздьями.

Одновременно для подтверждения патогенности выделенных стафилококков ставят реакцию плазмокоагуляции. В пробирку с 0,5 см3 цитратной плазмы крови кролика, разведенной физиологическим раствором в соотношении 1 : 4, вносят петлю чистой суточной культуры стафилококка и ставят в термостат при 37 °С. Ре-акцию плазмокоагуляции предварительно учитывают через 3-- 4ч (не встряхивая пробирку). В сомнительных случаях оставляют в термостате для окончательного учета через 24 ч. Реакцию считают положительной, если плазма коагулирует в сгусток (на один -- четыре плюса). Для постановки реакции плазмокоагуляции используют, как правило, сухую нитратную плазму крови кролика.

При выявлении S. aureus в определенной навеске продукта поcевы считают положительными, если при подтверждении характерных колоний хотя бы в одной будет обнаружен золотистый стафилококк. При расчете на

1 г продукта количество подсчитанных колоний умножают на степень разведения и делят на объем посевного материала.

В соответствии с ГОСТ 1044.2 -- 94 при определении количества S. aureus в 1 г (1 см3) продукта подсчет числа характерных колоний подлежит корректировке. Если в 80 % случаев (в 4 колониях из 5) подтвержден характерный рост, то считают, что все типичные колонии принадлежат к S. aureus.

Пересчет количества S. aureus на 1 г (1 см3) продукта проводят согласно ГОСТ 26670--91:

M=N/m*C

где N-- степень разведения навески; т -- количество инокулята, внесенного в чашку Петри, см3; С-- округленное среднеарифметическое значение числа колоний.

Результат выражают числом от 1 до 9,9 * 10n.

2.5 Сульфитредуцирующие клостридии

Определение основано на учете специфического роста клостридий в железосульфитсодержащих средах. При взаимодействии натрия сульфита с железа хлоридом образуется железа сульфат, который вызывает почернение среды.

Для выявления сульфитредуцирующих клостридий 1 см3 анализируемой взвеси стерильной пипеткой вносят в пробирку с 9 см3 жидкой сульфит-циклосериновой среды или среды Вильсона-- Блера. Затем проводят последовательные пересевы на аналогичные объемы среды и получают возрастающие 10-кратные разведения суспензии. Инкубация при 37 ± 1 °С длится 18--20 ч. При наличии сульфитредуцирующих клостридий среда чернеет.

Для подтверждения принадлежности выделенных культур к клостридиям проводят пересев на поверхность агаризованной среды (Вильсона--Блера, улучшенная клостридиальная или др.) и инкубируют в анаэробных условиях при 37 ± 1 °С в течение 24-- 48 ч. Отбирают характерные колонии и изучают микроорганизмы по морфологическим (в мазках, окрашенных по Граму и на спору) и некоторым культурально-биохимическим свойствам, в частности по реакции на каталазу (отрицательная).

Если в посевах (в 4 колониях из 5) обнаружены сульфитредуци-рующие грамположительные, нередко спорообразующие палочки, каталазоотрицательные, способные расти в анаэробных условиях, то делают заключение о наличии в продукте сульфитредуцирующих клостридий. Пересчет количества указанных микроорганизмов на 1 г (1 см3) проводят по ГОСТ 26670--91 с использованием той же формулы, что и для стафилококков. В соответствии с ГОСТ 9958--81 допускается не подтверждать принадлежность выделенных культур к сульфитредуцирующим клостридиям, а пересчет проводить на их количество по положительному титру, т. е. по максимальному разведению суспензии, в посеве которого наблюдается почернение среды. Например, если характерные изменения наблюдаются в пробирках с разведением 10-1, то считают, что в 1 г исследуемого продукта содержится 10 (или 1-101) клеток, при аналогичных изменениях в пробирках с разведением 10-2 -- 100 (или 1 * 102) клеток.

Санитарно-бактериологический анализ других мясных изделий проводят методами, используемыми для микробиологических исследований колбас и колбасных изделий. Посевные дозы выбирают с учетом нормативных показателей.

Заключение

В процессе приготовления колбасных изделий колбасный фарш обсеменяется микроорганизмами, попадающими в него из различных источников. Степень исходной микробной обсемененности колбасного фарша зависит от санитарно-гигиенических условий производства и соблюдения технологических режимов.

В силу различий технологических процессов выработки вареных и копченых колбасных изделий микрофлора этих продуктов изменяется неодинаково. При нарушении сроков и режимов хранения готовых колбасных изделий в результате протекающих в них микробиологических процессов может происходить изменение их качества, т. е. порча этих продуктов.

Размещено на Allbest.ru