Влияние гипертермии и экзогенной салициловой кислоты на экспрессию генов PR-белков (b-1,3-глюканазы, хитиназы) и активность ферментов защитного ответа в растениях ячменя при гельминтоспориозе

Поиск ефективных путей повышения устойчивости сельскохозяйственных культур. Изучение влияния кратковременной гипертермии и экзогенного салицилата на рост и защитные свойства ярового ячменя. Активация экспрессии генов растений к грибному инфицированию.

Рубрика Сельское, лесное хозяйство и землепользование
Вид статья
Язык русский
Дата добавления 22.07.2024
Размер файла 174,5 K

Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже

Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.

References

Wang L.-J., Huang W.-D., Liu Y.-P., Zhang J.-Ch. 2005. Changes in salicylic and abscisic acid contents during heat treatment and their effect on thermotolerance of grape plants. Russ. J. Plant Physiol. 52 (4) : 516-520.

Domanskaya I. N., Radyuk M. S., Budakova Ye. A., Samovich T. V., Spivak Ye. A., Shalygo N. V. 2011. Tekhnologiya DNK-tipirovaniya genov ustoychivosti yachmenya k zasukhe: metod. ukazaniya. (Technology of DNA typing of genes of barley resistance to drought: method. Directions). Minsk : 31р. (In Russian).

Olenichenko N.A., Zagoskina N.V., Astakhova N.V., Trunova T.I., Kuznetsov Yu.V. 2008. Primary and secondary metabolism of winter wheat under cold hardening and treatment with antioxidants. Appl. Biochem. Microbiol. 44 (5) : 535. https://doi.org/10.1134/S0003683808050141

Rebrikov D.V. Samatov G.A., Trofimov D.Yu., Semenov P.A. 2015. PTSR v real'nom vremeni (Real time PCR). Moscow. 233р.

Antoniw J.F., Ritter C.E., Pierpoint W.S., Van Loon L.C. 1980. Comparison of three pathogenesis-related proteins from plants of two cultivars of tobacco infected with TMV. J. Gen. Virol. 47 : 79-87.

Atkinson N.J., Urwin P.E. 2012.The interaction of plant biotic and abiotic stresses: from genes to the field. J. Exp. Bot. 63 (10) : 3523-3543.

Awasthi R., Bhandari K., Nayyar H. 2015. Temperature stress and redox homeostasis in agricultural crops. Front. Environ. Sci. 3 : 110.

Balasubramanian V., Vashisht D., Cletus J., Sakthivel N. 2012. Plant P-1,3-glucanases: their biological functions and transgenic expression against phytopathogenic fungi. Biotechnol Lett. 34 (11) : 19831990.

Bienert G.P., Moller A.L.B., Kristiansen K.A., Schulz A., Moller I.M., Schjoerring J.K., Jahn T.P. 2007. Specific aquaporins facilitate the diffusion of hydrogen peroxide across membranes. J. Biol. Chem. 282 : 1183-1192.

Boccardo N.A., Segretin M.E., Hernandez I., Mirkin F.G., Chacon O., Lopez Y., BorrasHidalgo O., Bravo-Almonacid F.F. 2019. Expression of pathogenesis-related proteins in transplastomic tobacco plants confers resistance to filamentous pathogens under field trials. Sci. Rep. 9 : 2791.

Calil I.P., Fontes E. 2017. Plant immunity against viruses: antiviral immune receptors in focus. Ann. Bot. 119 (5) : 711-723.

Campos-Vargas R., Nonogaki H., Suslow T., Saltveit M. 2005. Heat shock treatments delay the increase in wound-induced phenylalanine ammonialyase activity by altering its expression, not its induction in Romaine lettuce (Lactuca sativa) tissue. Physiol. Plant. 123 (1) : 82-91.

Carmo L.S., Murad A.M., Resende R.O., Boiteux L.S., Ribeiro S.G., Jomn-Novo J.V., Mehta A. 2017. Plant responses to tomato chlorotic mottle virus: Proteomic view of the resistance mechanisms to a bipartite begomovirus in tomato. J. Proteomics. 151 : 284-292.

Chao Y. Y., Hong C. Y., Kao C. H. 2010. The decline in ascorbic acid content is associated with cadmium toxicity of rice seedlings. Plant Physiol. Biochem. 48 : 374-381.

Choudhury F.K., Rivero R.M.,Blumwald E., Mittler R. 2017. Reactive oxygen species, abiotic stress and stress combination. Plant. J. 90 : 856-867.

Cingoz G.S., Gurel E. 2016. Effects of salicylic acid on thermotolerance and cardenolide accumulation under high temperature stress in Digitalis trojana Ivanina. Plant Physiol. Biochem. 105 : 145-149.

Clarke S.M., Cristescu S.M., Miersch O., Harren F.J.M., Wasternack C., Mur L.A.J. 2009. Jasmonates act with salicylic acid to confer basal thermotolerance in Arabidopsis thaliana. New Phytol. 182 : 175-187.

Clarke S.M., Mur L.A., Wood J.E., Scott I.M. 2004. Salicylic acid dependent signaling promotes basal thermotolerance but is not essential for acquired thermotolerance in Arabidopsis thaliana. Plant J. 38 (3) : 432-447.

Coll N.S., Epple P., Dangl, J.L. 2011. Programmed cell death in the plant immune system. Cell Death and Differentiation. 18 : 1247-1256.

Dat J.F., Lopez-Delgado H., Foyer C.H., Scott I.M. 2000. Effects of salicylic acid on oxidative stress and thermotolerance in tobacco. J. Plant Physiol. 156 : 659-665.

Dempsey D. M. A., Klessig, D. F. 2017. How does the multifaceted plant hormone salicylic acid combat disease in plants and are similar mechanisms utilized in humans? BMC Biol. 15 : 23.

Devadas S. K., Raina R. 2002. Preexisting systemic acquired resistance suppresses hypersensitive re

sponse-associated cell death in Arabidopsis hrl1 mutant. Plant Physiol. 128 : 1234-1244.

Dong X. 2004. NPR1, all things considered. Curr. Opin. Plant. Biol. 7 : 547-552.

Foyer C.H., Rasool B., Davey J.W., Hancock R.D. 2016. Cross-tolerance to biotic and abiotic stresses in plants: a focus on resistance to aphid infestation. J. Exp. Bot. 67 (7) : 2025-2037.

Gao Q.M., Zhu S., Kachroo P., Kachroo A. 2015. Signal regulators of systemic acquired resistance. Front. Plant Sci. 6 : 228.

Gilroy S., Bialasek M., Suzuki N., Gorecka M., Devireddy A.R., Karpinski S., Mittler R. 2016. ROS, calcium, and electric signals: key mediators of rapid systemic signaling in plants. Plant Physiol. 171 (3) : 1606-1615.

Glazebrook J. 2005. Contrasting mechanisms of defense against biotrophic and necrotrophic pathogens. Ann. Rev. Phytopathol. 43 : 205-227.

Golldack D., Li .C, Mohan H., Probst N. 2014. Tolerance to drought and salt stress in plants: Unraveling the signaling networks. Front. Plant Sci. 5 : 151.

Gonzalez-Teuber M., Pozo M. J., Muck A., Svatos A., Adame-Alvarez R. M., Heil M. 2010. Glucanases and chitinases as causal agents in the protection of Acacia extrafloral nectar from infestation by phytopathogens. Plant Physiol. 152 (3) : 1705-1715.

Guo X. L., Yuan S. N., Zhang H. N., Zhang Y. Y., Zhang Y. J., Wang G. Y., Li Y. Q., Li G. L. 2020. Heat-response patterns of the heat shock transcription factor family in advanced development stages of wheat (Triticum aestivum L.) and thermotoleranceregulation by TaHsfA2-10. BMC Plant Biol. 20 (1) : 364.

Gupta P., Ravi I., Sharma V. 2013. Induction of P-1,3glucanase and chitinase activity in the defense response of Eruca sativa plants against the fungal pathogen Alternaria brassicicola. J. Plant Interact. 8(2) : 155-161.

Hossain M.A., Li Z.G., Hoque T.S., Burritt D.J., Fujita M., Munne-Bosch S. 2018. Heat or cold priming-induced cross-tolerance to abiotic stresses in plants: key regulators and possible mechanisms. Protoplasma. 255 (1) : 399-412.

Jain D., Khurana J.P. 2018. Role of PathogenesisRelated (PR) Proteins in Plant Defense Mechanism. In: Molecular Aspects of Plant-Pathogen Interaction. Springer, Singapore, pp. 265-281.

Jin J.B., Cai B., Zhou J.M. 2017. Salicylic acid. In: Hormone Metabolism and Signaling in Plants: Hormone Metabolism and Signaling in Plants. London, Academic Press, pp. 273-289.

Jones J. D., Dangl J. L. 2006. The plant immune system. Nature. 444 : 323-329.

Kasprzewska A. 2003. Plant chitinases regulation and function. Cellul. Mol. Biol. Lett. 8: 809-824.

Khan M.I., Iqbal N., Masood A., Per T.S., Khan N.A. 2013. Salicylic acid alleviates adverse effects of heat stress on photosynthesis through changes in proline production and ethylene formation. Plant Signal. Behav. 8 : e26374.

Kim N.H., Hwang B.K. 2015. Pepper heat shock protein 70a interacts with the type III effector AvrBsT and triggers plant cell death and immunity. Plant Physiol.167 (2) : 307-322.

Kirubakaran S.I., Sakthivel N. 2007. Cloning and over expression of antifungal barley chitinase gene in Escherichia coli. Protein Exp. Purif. 52 : 1159-1166.

Klein P., Seidel T., Stocker B., Dietz K.J. 2012. The membrane tethered transcription factor ANAC089 serves as redox dependent suppressor of stromal ascorbate peroxidase gene expression. Front Plant Sci. 3 : 247.

Klessig D.F., Choi H.W., Dempsey D.M.A. 2018. Systemic acquired resistance and salicylic acid: past, present, and future. Mol. Plant-Microbe Interact. 31 : 871-888.

Kotak S., Larkindale J., Lee U., von Koskull-Doring P., Vierling E., Scharf K.D. 2007. Complexity of the heat stress response in plants. Curr.Opin. Plant. Biol. 10 : 310-316

Kubienova L., Sedlarova M., Viteckova-Wunschova A., Piterkova J., Luhova L., Mieslerova B., Lebeda A., Navratil M., Petrivalsky M. 2013. Effect of extreme temperatures on powdery mildew development and Hsp70 induction in tomato and wild Solanum spp. Plant Protection Science, 49 (Spec. Iss.) : 41-54.

Kumar D. 2014. Salicylic acid signaling in disease resistance. Plant Sci. 228 : 127-34.

Kuwabara C, Takezawa D, Shimada T, Hamada T, Fujikawa S, Arakawa K. 2002. Abscisic acidand coldinduced thaumatin-like protein in winter wheat has an antifungal activity against snow mould, Microdochium nivale. Physiol Plant. 115(1) : 101-110.

Larkindale J., Hall J. D., Knight M. R., Vierling E. 2005. Heat stress phenotypes of Arabidopsis mutants implicate multiple signaling pathways in the acquisition of thermotolerance. Plant Physiol. 138 : 882897.

Larkindale J., Huang B.R. 2005. Effects of abscisic acid, salicylic acid, ethylene and hydrogen peroxide in thermotolerance and recovery for creeping bentgrass. Plant Growth Regulation. 47: 17-28.

Lebeda A., Mieslerova B., Petrivalsky M., Luhova L., Spundova M., Sedlarova M., NozkovaHlavackova V., PinkD.A.C. 2014. Resistance mechanisms of wild tomato germplasm to infection of Oidium neolycopersici. Eur. J. Plant Pathol. 138 : 569-596.

Li B., Gao K., Ren H., Tang W. 2018. Molecular mechanisms governing plant responses to high temperatures. J. Integr. Plant Biol. 60: 757-779.

Li C., Li X., Bai C., Zhang Y., Wang Z. 2019. A chitinase with antifungal activity from naked oat (Avena chinensis) seeds. J. Food Biochem. 43(2) :

e12713.

Li Y.Z., Muhammad T., Wang Y., Zhang D.L., Crabbe M.J.C., Liang Y. 2018а. Salicylic acid collaborates with gene silencing to tomato defense against tomato yellow leaf curl virus (TYLCV). Pak. J. Bot. 50 : 2041-2054.

Liao C., Zheng Y., Guo Y. 2017. MYB30 transcription factor regulates oxidative and heat stress responses through ANNEXIN\mediated cytosolic calcium signaling in Arabidopsis. New. Phytol. 216 : 163-177.

Lin J.S., Lin H.H., Li Y.C., King Y.C., Sung R.J., Kuo Y.W., Lin C.C., Shen Y.H., Jeng S.T. 2014.Carbon monoxide regulates the expression of the wound-inducible gene ipomoelin through antioxidation and MAPK phosphorylation in sweet potato. J. Exp. Bot. 65 (18) : 5279-5290.

Liu L., Sonbol F.M., Huot B., Gu Y., Withers J., Mwimba M., Yao J., He S.Y., Dong X. 2016. Salicylic acid receptors activate jasmonic acid signalling through a non-canonical pathway to promote effector-triggered immunity. Nat. Commun. 7 : 13099.

Lopez-Delgado H., Mora-Herrera M.E., ZavaletaMancera H.A., Cadena-Hinojosa M., Scott I.M. 2004. Salicylic acid enhances heat tolerance and potato virus X (PVX) elimination during thermotherapy of potato microplants. Amer. J. Potato Res. 81 : 171-176.

Lowry O.H., Rosebrough N.J., Farr A.L., Randall R.J. 1951. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 193 (1) : 265-275.

Ma B.C., Tang W.L., Ma L.Y., Li L.L., Zhang L.B., Zhu S.J., Zhuang C., Irving D. 2009.The role of chitinase gene expression in the defense of harvested banana against anthracnose disease. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 134 (3) : 379-386.

Nozkova V., Mieslerova B., Luhova L., Piterkova J., Novak O., Spundova M., Lebeda A. 2019. Effect of heat-shock pre-treatment on tomato plants infected by powdery mildew fungus. Plant Protect. Sci. 55 : 31-42.

Pinton R., Cakmak I., Marschner H. 1994. Zinc deficiency enhanced NAD(P)H-dependent superoxide radical production in plasma membrane vesicles isolated from roots of bean plants. J. Exp. Bot. 45 (1) : 45-50.

Reddy R.A., Kumar B., Reddy P.S., Mishra R.N., Mahanty S., Kaul T., Nair S., Sopory S.K., Reddy M.K. 2009. Molecular cloning and characterization of genes encoding Pennisetum glaucum ascorbate peroxidase and heat-shock factor: Interlinking oxidative and heat-stress responses. J. Plant Physiol. 166 : 1646-1659.

Savvides A., Ali S., Tester M., Fotopoulos V. 2016 Chemical Priming of Plants Against Multiple Abiotic Stresses: Mission Possible? Trends Plant Sci. 21 (4) : 329-340.

Schweizer P., Vallelian-Bindschedler L., Mosinger E. 1995. Heat-induced resistance in barley to the powdery mildew fungus Erysiphe graminis f. sp. hordei. Physiol. Mol. Plant Pathol. 47 : 51-66.

Seidel T., Scholl S., Krebs M., Rienmuller F., Marten I., Hedrich R.,Hanitzsch M., Janetzki .P, Dietz K.J., Schumacher K. 2012. Regulation of the V-type ATPase by redox modulation. Biochem J. 448 : 243 251.

Sels J., Mathys J., De Coninck B., Cammue B., De Bolle M.F.C. 2008. Plant pathogenesis-related (PR) proteins: a focus on PR peptides. Plant Physiol. Biochem. 46 : 941-950.

Shaikhali J., Noren L., de Dios Barajas-Lopez J., Srivastava V., Konig J., Sauer U.H., Wingsle G., Dietz K.J., Stand A. 2012. Redox-mediated mechanisms regulate DNA binding activity of the F-group of basic region leucine zipper (bZIP) transcription factors in Arabidopsis. J. Biol. Chem. 287 : 2751027525.

Sharma A., Shahzad B., Rehman A., Bhardwaj R., Landi M., Zheng B. 2019. Response of phenylpropanoid pathway and the role of polyphenols in plants under abiotic stress. Molecules. 24(13) : 2452.

Shigenaga A.M., Berens M.L., Tsuda K., Argueso C.T. 2017. Towards engineering of hormonal crosstalk in plant immunity. Curr.Opin. Plant Biol. 38 : 164-172.

Snyman M., Cronje M.J. 2008. Modulation of heat shock factors accompanies salicylic acid-mediated potentiation of Hsp70 in tomato seedlings. J. Exp. Bot. 59 (8) : 2125-2132.

Suzuki N., Katano K. 2018. Coordination between ROS regulatory systems and other pathways under heat stress and pathogen attack. Front. Plant Sci. 9 : 490.

Suzuki N., Miller G., Salazar C.,Mondal H.A., Shulaev E., Cortes D.F.,Shuman J.L., Luo X., Shah J., Schlauch K., Shulaev V., Mittler R. 2013.Temporalspatial interaction between reactive oxygen species and abscisic acid regulates rapid systemic acclimation in plants. Plant Cell. 25 : 3553-3569.

Tian S.P., Yao H.J., Deng X., Xu X.B., Qin G.Z., Chan Z.L. 2007. Characterization and expression of beta-1,3-glucanase genes in jujube fruit induced by the microbial biocontrol agent Cryptococcus laurentii. Phytopathol. 97(3) : 260-8.

Tsai W.A., Weng S.H., Chen M.C., Lin J.S., Tsai W.S. 2019. Priming of Plant Resistance to Heat Stress and Tomato Yellow Leaf Curl Thailand Virus With Plant-Derived Materials. Front. Plant Sci. 10 : 906.

Turkeri H., Schweer J., Link G. 2012. Phylogenetic and functional features of the plastid transcription kinase cpCK2 from Arabidopsis signify a role of cysteinyl SH-groups in regulatory phosphorylation of plastid sigma factors. FEBS J. 279 : 395-409.

Van Loon L.C., Rep M., Pieterse C.M.J. 2006. Significance of Inducible Defense-related Proteins in Infected Plants. Ann. Rev. Phytopathol. 44 : 135-162.

Van Loon L.C., van Kammen A. 1970. Polyacrylamide disc electrophoresis of the soluble leaf proteins from Nicotiana tabacum var. ``Samsun'' and ``Samsun NN''. II. Changes in protein constitution after infection with tobacco mosaic virus. Virology. 40 : 199211.

Van Loon L.C. 1999. Occurrence and properties of plant pathogenesis-related proteins. In: Pathogenesis-related proteins in plants, pp. 1-19.

Wang C., Fan Y. 2014. Eugenol enhances the resistance of tomato against tomato yellow leaf curl virus. J. Sci. Food Agric. 94 (4) : 677-682.

Wang J., Hu H., Wang W., Wei Q., Hu T., Bao C. 2020. Genome-wide identification and functional characterization of the heat shock factor family in eggplant (Solanum melongena L.) under abiotic stress conditions. Plants. 9 (7) : 915.

Wang J., Yuan B., Huang B. 2019. Differential heatinduced changes in phenolic acids associated with genotypic variations in heat tolerance for hard fescue. Crop Sci. 59 : 667-674.

Wang L.J., Fan L., Loescher W., Duan W., Liu G.J., Cheng J.S., Luo H.B., Li S.H. 2010. Salicylic acid alleviates decreases in photosynthesis under heat stress and accelerates recovery in grapevine leaves. BMC Plant. Biol. 10 : 34.

Wiese J., Kranz T., Schubert S. 2004. Induction of pathogen resistance in barley by abiotic stress. Plant Biol. 6 : 529-536.

Win J., Chaparro-Garcia A., Belhaj K., Saunders D.G., Yoshida K., Dong S., Schornack S., Zipfel C., Robatzek S., Hogenhout S.A., Kamoun S. 2012. Effector biology of plant-associated organisms: concepts and perspectives. Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 77 : 235-247.

Wu X., Wang J., Wu X., Hong Y., Li Q.Q. 2020. Heat shock responsive gene expression modulated by mRNA Poly(A) Tail Length. Front. Plant Sci. 11 : 1255.

Yi S.Y., Min S.R., Kwon S.Y. 2015. NPR1 is instrumental in priming for the enhanced flg22-induced MPK3 and MPK6 activation. Plant Pathol. J. 31 (2) : 192-194.

Zhao L.N., Liu Z.H., Duan S.N., Zhang Y.Y., Li G.L., Guo X.L. 2018. Cloning and characterization of heat shock transcription factor gene TaHsfB2d and its regulating role in thermotolerance. Acta. Agron. Sin. 44 : 53-62.

Abstract

Effect of hyperthermia and exogenous salicylic acid on expression of pr-protein genes (b-1,3-glucanase, chitinase) and activity of enzymes of protective response in barley plants under helminthosporiosis

L. V. Pashkevich, T. G. Kuryanchik, L. F. Kabashnikova

Institute of Biophysics and Cell Engineering of the National Academy of Sciences of Belarus (Minsk, Belarus)

The effect of short-term hyperthermia (40°C, 3 h) and exogenous salicylic acid (SA, 10-4 M) on the expression of genes of two hydrolases: P-1,3-glucanase (EC 3.2.1.39) and chitinase (EC 3.2.1.14), related to proteins of protective response, in seedlings of spring barley infected with the hemibiotrophic fungus Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Schoem. was studied. It was found that the response of barley plants to two types of treatment included an increase in the expression of p-1,3-glucanase and chitinase genes in 72 h after inoculation with the pathogen and exceeded the indices of their transcriptional activity in infected plants without processing. Under these conditions, an increase in the activity of other components of plant defense response during pathogenesis was also observed, namely, membrane NADPH oxidase (Rboh, EC 1.6.3.1) and /.-phenylalanine ammonia-lyase (PAL, EC 4.1.3.5). Thus, heat treatment, as well as exogenous salicylate, can be considered as inducers of a protective mechanism that increases plant resistance to fungal infection by activation the expression of genes of p-1,3-glucanase and chitinase and increasing the activity of protective proteins (NADPH oxidase and PAL).

Key words: Hordeum vulgare, Bipolaris sorokiniana, salicylic acid, hyperthermia, в-1,3glucanase, chitinase, L-phenylalanine ammonialyase, NADPH oxidase, reactive oxygen species

Анотація

Вплив гіпертермії та екзогенної саліцилової кислоти на експресію генів PR-білків (в-1,3-глюканази, хітинази) активність ферментів захисної відповіді у рослин ячменю при гельмінтоспоріозі

Л. В. Пашкевич, Т. Г. Кур'янчик, Л. Ф. Кабашникова

Інститут біофізики і клітинної інженерії Національної академії наук Білорусі (Мінськ, Білорусь)

Вивчено вплив короткочасної гіпертермії (40°С, 3 год) і екзогенної саліцилової кислоти (СК, 10-4 М) на експресію генів двох гідролаз: в-1,3-глюканази (КФ 3.2.1.39) і хітинази (КФ 3.2.1.14 ), що належать до білків захисної відповіді, в інфікованих гемібіотрофним грибом Bipolaris sorokiniana (Sacc.) Schoem. у проростках ярого ячменю. Встановлено, що відповідь рослин ячменю на два види впливу виявлялася у збільшенні експресії генів в-1,3-глюканази і хітинази через 72 год після інокуляції патогеном і перевищувала показники їх транскрипційної активності в інфікованих рослинах без обробок. У цих умовах спостерігалося також підвищення активності інших компонентів захисної відповіді рослин при патогенезі мембранної НАДФН-оксидази (Rboh, КФ 1.6.3.1) і L-фенілаланінамонійліази (ФАЛ, КФ 4.1.3.5). Таким чином, вплив високої температури, як і екзогенного саліцилату, можуть розглядатися як індуктори захисного механізму, що підвищує стійкість рослин до грибного інфікування шляхом активації експресії генів в-1,3-глюканази і хітинази та підвищення активності захисних білків (НАДФН-оксидази і ФАЛ).

Ключові слова: Hordeum vulgare, Bipolaris sorokiniana, саліцилова кислота, гіпертермія, в-1,3-глюканаза, хітиназа, L-фенілаланінаммонійліаза, НАДФН-оксидаза, активні форми кисню

Размещено на Allbest.ru


Подобные документы

  • Значение и биологические особенности ярового ячменя, его минеральное питание и методы защиты. Технология посева, удобрения и уборки урожая ячменя в хозяйстве. Воздействие биопрепаратов и химического протравителя на развитие ячменя сорта "Челябинская 99".

    дипломная работа [378,7 K], добавлен 28.11.2013

  • Исследование хозяйственного значения и биологических особенностей ярового ячменя. Роль минерального питания для ячменя. Анализ влияния удобрений и средств защиты растений на урожайность, химический состав и качество урожая, на развитие болезней ячменя.

    курсовая работа [194,2 K], добавлен 15.12.2013

  • Влияние различных форм азотных удобрений на урожайность сельскохозяйственных культур. Выявление лучших форм удобрений, способствующих повышению урожайности культуры и качества продукции. Зависимость урожайности ярового ячменя от доз вносимых удобрений.

    реферат [37,5 K], добавлен 20.07.2010

  • Народнохозяйственное значение и биологические особенности ярового ячменя. Влияние основных факторов на продуктивность культуры. Технология возделывания ярового ячменя в хозяйстве. Экономическая оценка технологии возделывания культуры и ее значение.

    курсовая работа [57,9 K], добавлен 15.02.2008

  • Ботанические особенности и технология возделывания ярового ячменя. Анализ структуры его урожая в зависимости от сорта. Оценка продуктивности ячменя в лесостепной зоне Челябинской области. Расчет экономической эффективности возделывания сортов ячменя.

    дипломная работа [73,2 K], добавлен 28.06.2010

  • Биологические основы управления ростом растений, урожаем и качеством продукции. Почвенно-климатическая характеристика агроклиматической зоны. Программирование урожайности ярового ячменя по лимитирующим факторам. Выбор сорта и подготовка семян к посеву.

    курсовая работа [86,3 K], добавлен 31.03.2015

  • Распространение и вредоносность доминантных болезней ярового ячменя. Установление эффективности фунгицидов различных фирм-производителей против комплекса данных болезней. Определение влияния фунгицидной защиты на урожайность и элементы структуры урожая.

    курсовая работа [71,0 K], добавлен 21.03.2014

  • Характеристика ячменя как сельскохозяйственной культуры. Разработка технологии возделывания ярового ячменя сорта Якуб. Определение лучших предшественников, оптимальных доз удобрений, программирование урожая, разработка технологии посадки культуры.

    курсовая работа [86,4 K], добавлен 29.11.2010

  • Обоснование агротехнических приемов выращивания ярового ячменя на базе результатов полевых исследований с целью повышения его продуктивности. Влияние предшественников и усовершенствование агроприемов в зональных технологиях возделывания этой культуры.

    курсовая работа [44,4 K], добавлен 20.05.2011

  • Характеристика возделывания ярового ячменя, его биологические особенности, особенности обработки почвы и семян. Нормы расходов пестицидов для обработки посевов ячменя от вредителей. Сущность и цели проведения боронования, агротехнические требования.

    курсовая работа [59,6 K], добавлен 04.01.2011

Работы в архивах красиво оформлены согласно требованиям ВУЗов и содержат рисунки, диаграммы, формулы и т.д.
PPT, PPTX и PDF-файлы представлены только в архивах.
Рекомендуем скачать работу.