Трихофітія великої рогатої худоби (етіологічна структура, діагностика, селекція штамів та розробка бівалентної вакцини)

Отримані результати свідчать, що заражаюча доза 10² мікроконідій на

1 см² шкіри виражених клінічних проявів захворювання у кролів не спричиняла. Зараження в дозі 10⁴ мікроконідій на 1 см² шкіри викликало незначне утворення лупи на 13-16 доби в тварин, заражених штамами С-102 та ТМЧ-К, яка до кінця спостереження (30 діб) зникала. Під час мікроскопічного і культурального досліджень патологічного матеріалу збудника трихофітії не було виявлено. Зараження кролів у дозі 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри викликало утворення лупи в тварин, заражених штамами ЛТФ-130, Кн-01 та ТМЧ, яка до кінця спостереження зникала. Під час мікроскопічного і культурального досліджень зіскрібків шкіри збудника трихофітії також не було виявлено. У тварин, заражених штамами С-102 та ТМЧ-К, захворювання починалося з утворення лупи на 10 добу та появи кірочок і струпів на 13-22 доби. До кінця досліду спостерігали лупу й почервоніння шкіри в місцях зараження. У період появи струпів і кірок діагноз на трихофітію вдавалося підтвердити мікроскопічно та культурально.

Зараження кролів у дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри викликало появу кірочок і струпів різного ступеня тяжкості за використання всіх штамів. Різниця в клінічних проявах полягала в тому, що кірочки та струпи в кролів, заражених вакцинними штамами ЛТФ-130,

Кн-01 та ТМЧ, були тонкими й “легкими”, самі відпадали після 22 доби, і до кінця спостереження місця зараження загоювались і з'являлося нове волосся. Після зараження штамами С-102 та ТМЧ-К перебіг захворювання був тяжким: утворювалися масивні струпи й кірки, з-під яких виділявся гній. До кінця спостереження клінічна картина не змінювалася, тому тварин, заражених цими штамами, піддавали лікуванню за допомогою вакцини. Захворювання за цієї інфікуючої дози підтверджувалось мікроскопічними й культуральними дослідженнями.

Клінічні прояви трихофітії в телят були аналогічними. Лише зараження тварин у максимальній дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри викликало появу зливних мікотичних уражень у вигляді кірочок і струпів різного ступеня тяжкості за використання всіх штамів. Різниця в клінічних проявах була в тому, що кірочки й струпи в місцях інокуляції вакцинних штамів

ЛТФ-130, Кн-01 та ТМЧ, були тонкими й “легкими”, самі відпадали після 30-35 доби, і до кінця спостереження (40 діб) в місцях інокуляції запалення зникало. Після зараження контрольними штамами С-102 та ТМЧ-К перебіг захворювання був тяжким: утворювалися зливні мікотичні ураження, місце інокуляції повністю покривалося товстими струпами. До кінця спостереження клінічна картина не змінювалася, тому тварин, заражених цими штамами, лікували за допомогою вакцини. Захворювання за цієї дози зараження підтверджувалося мікроскопічними й культуральними дослідженнями.

Отже, для вищезазначених штамів оптимальною дозою, що давала яскраву клінічну картину захворювання на трихофітію більше 30 діб у лабораторних тварин і більше 40 діб у телят, була доза 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри. Цю дозу ми й використовували в подальшому для визначення патогенності штамів та імуногенності вакцини.

Вивчення патогенних властивостей виділених нами штамів трихофітонів здійснювали на морських свинках і телятах, заражаючи їх у визначеній дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри. У результаті проведених досліджень установлено, що штами Кн-01, ТМЧ, ЛТФ 130 були слабко патогенними, хоча й викликали клінічні прояви захворювання. Штами С-102, С-202, ТМЧ-К спричиняли яскраву клінічну картину захворювання з тяжким перебігом. Штами СБ і Х-03 спричиняли захворювання середнього ступеня тяжкості. Від морських свинок, заражених культурами Кн-01, ТМЧ, ЛТФ-130, мікологічне підтвердження ефективності зараження спостерігали лише на піці (12-16 доба) захворювання. У той же час від морських свинок, заражених культурами С-102, С-202, ТМЧ-К, мікологічне підтвердження зараження реєстрували до кінця спостереження (33 доба), за винятком деяких тварин. Результати дослідження морських свинок, заражених культурами СБ і Х-03, наявні між названими групами культур.

Аналогічні результати ми отримали й на телятах. Вакцинні штами

Кн-01, ТМЧ, ЛТФ-130 були слабко патогенними, хоча й викликали клінічні прояви захворювання. З 12-30 діб після інфікування утворювалися тонкі кірки й лупа, які спостерігалися до 24-70 діб, після чого самі відпадали, а місця зараження заростали волоссям. Контрольні штами С-102 і ТМЧ-К викликали клінічні прояви захворювання у вигляді кірочок і лупи з 12 доби. З 24-30 діб кірочки потовщувалися, утворювалися струпи завтовшки до

0,5 см, що покрили зрештою все місце інокуляції. З 67-71 діб клінічна картина хвороби зникала, струпи відшаровувалися й починався ріст нового волосся. Мікологічними дослідженнями встановлено, що з місць інокуляції штамів С-102 і ТМЧ-К вихідну культуру ізолювали до 58-79 діб за позитивних даних мікроскопії, штаму ТМЧ - також до 23-79 діб, але мікроскопічне підтвердження було лише до 36 доби. Штам ЛТФ-130 виділяли до 14-79 діб, але не постійно. А штам Кн-01 виділити не вдалося.

Таким чином, на підставі отриманих результатів вивчення біологічних властивостей та враховуючи здатність до адаптації й продукування мікроконідій на поживних середовищах, ми вирішили використати культури Кн-01 і ТМЧ як виробничі вакцинні штами, а культури С-102, С-202 і ТМЧ-К як контрольні вірулентні.

Удосконалення системи збереження та підтримання виробничих вакцинних і контрольних вірулентних штамів трихофітонів. Найпоширенішим способом збереження грибів є періодичні пересіви на свіжі поживні середовища. Однак використання цього методу часто спричиняє значні зміни культурально-морфологічних і біологічних властивостей грибів. Залежно від біологічних особливостей штамів, їхньої життєстійкості й стійкості до плеоморфної та фавіформної дегенерацій, пересіви здійснюють один раз на 2-4 місяці та зберігають культури в пробірках, що закриті гумовими корками за температури 4-8 °С. Такий спосіб дуже трудомісткий, крім того, після чотирьох-п'яти пасажів штами дисоціюють, знижують свою біологічну активність.

Одним з найсучасніших методів збереження мікроорганізмів є висушування. Якість висушеного біологічного матеріалу та термін його придатності значною мірою залежить від захисного середовища. Для висушування грибкових вакцин рекомендують використовувати сахарозо-желатинове захисне середовище з вмістом 10 % сахарози і 2 % желатини в кінцевому продукті (Никифоров Л.И., 1984). Методи довготривалого зберігання грибів дерматофітів з відповідними біологічними властивостями в науковій літературі не описані. Ми здійснили серію дослідів для підбору оптимального захисного середовища для довготривалого зберігання трихофітонів. У результаті проведених досліджень було підібрано захисне середовище з вмістом 20 % водного розчину сахарози, 4 % желатини, 1 % пептону та мікродозами мікро- і макроелементів, яке за змішування в рівних пропорціях (1:1) із суспензією мікроконідій забезпечувало в процесі ліофілізації високе їх збереження (до 90 %). За результатами проведеної роботи було отримано патент України № UA 9637 U.

З використанням даного середовища ми розробили систему довготривалого збереження дерматофітів. Основними моментами цієї системи є вирощування штамів у напіврідких поживних середовищах, збирання всього урожаю міцелію, що містить різні види спор (макроконідії, мікроконідії, артроспори, хламідоспори тощо), внесення міцелію в захисне середовище з подальшою ліофілізацією та відновлення штамів рідким середовищем Сабуро. На даний спосіб отримано патент України

№ UA 9617 U. Порівняльна оцінка запропонованого й відомого способів збереження трихофітонів подана в таблиці 3.

Таблиця 3. Порівняльна оцінка способів збереження трихофітонів (M±m; n=6)

Примітка: Р < 0,001; * = 0,01 < P < 0,001

Отримані нами результати свідчать, що ліофілізація грибниці дерматофітів у цілому забезпечує підвищення кількості життєздатних мікроконідій на 6-8 % (різниця вірогідна за 0,01 < P < 0,001 порівняно із життєздатністю до сушки). Наші подальші спостереження засвідчили, що культури трихофітонів отримані після відновлення ліофілізованих культур запропонованим методом, давали більш щільну грибницю й більші за розміром колонії порівняно з культурами, отриманими після відновлення за відомою методикою.

Дослідження життєздатності культур дерматофітів здійснювали одразу після ліофілізації, через 6 місяців, 1 та 2 роки їхнього зберігання за температури 20±2 °С. Усі досліджені ліофілізовані препарати були життєздатними. У той же час простежується явна тенденція впливу умов відновлення життєздатності на швидкість проростання культур. Для всіх зразків проростання культур, розведених фізіологічним розчином, починалося на 7-10-у доби, а при розчиненні рідким середовищем Сабуро - на 3-4 доби раніше.

Отже, розроблений спосіб довготривалого зберігання культур грибів дерматофітів мав протективні властивості, і ліофілізовані штами зберігали свою життєздатність упродовж 2 років зберігання за температури 20±2 °С (термін спостереження).

Таким чином, система довготривалого зберігання культур дерматофітів з максимальним збереженням їхніх біологічних властивостей містить пасажування культури гриба на збагаченому поживному середовищі, вирощування гриба в НРА, знімання всієї грибниці з НРА, її просочування якісним захисним середовищем упродовж 24 годин, ліофілізацію підготовленої культури, відновлення культури перед використанням за допомогою рідкого середовища Сабуро.

Визначення оптимальних умов та термінів культивування штамів трихофітонів для максимального накопичення мікроконідій. В дослідах використали штами Trichophyton verrucosum „Кн-01” та Trichophyton mentagrophytes “ТМЧ”. За основу взяли методику підрахунку, описану

Л.І. Нікіфоровим (1984). Культури трихофітонів вирощували на чашках Петрі із сусло-агаром за загальноприйнятою методикою . Через кожні 5 діб, починаючи з 5-ї, готували зразки вакцини. Стандартизацію мікросерій вакцини здійснювали шляхом підрахунку мікроконідій в камері Горяєва. Ураховуючи неоднаковий ступінь утворення мікроконідій у різні фази росту, висушування здійснювали з однаковим вмістом мікроконідій

185±4,9 х 10⁶ /см³. Після висушування робили підрахунок живих мікроконідій шляхом висіву на сусло-агарове середовище десятиразових розведень вакцини.

Проведені досліди засвідчили, що починаючи з 2-3-ї діб для Trichophyton mentagrophytes і 5-7 діб для Trichophyton verrucosum спостерігали швидке формування міцелію й утворення мікроконідій. З 5 по 15 і з 10 по 20 доби відповідно спостерігали інтенсивне зростання спороношення, яке з 20 по 35 доби досягало найвищого рівня. Потім наставала стабілізація, і в подальшому кількість мікроконідій практично не збільшувалася. Зате помітні зміни спостерігали в їх життєздатності після ліофілізації. Вона значно різнилась у різні періоди розвитку культур вакцинних штамів. Життєздатність мікроконідій у фазі логарифмічного росту (5-10 доби) була нижчою - 36-78 %, ніж в період найбільшого спороутворення (15-25 доба), де вона досягала 91-96 %. Після 25 доби спостерігали її помітне зниження, і на 30 добу вона була в межах 87 %, на 35-79 %, на 40-73 % і на 50 добу - тільки 51 %. Різниця значень наведених показників вірогідна за Р < 0,001; * = 0,01 < P < 0,001 відносно значень відповідних показників до висушування. Це пов'язано з тим, що, незважаючи на збільшення накопичення біомаси культури гриба, іде процес старіння культури, яке, зокрема, виявляється в більш інтенсивній зміні кольору грибниці та появі на її поверхні ділянок росту вторинного міцелію, окремих хламідоспор. Отримані результати подані в таблиці 4.

Таблиця 4. Життєздатність мікроконідій після ліофілізації залежно від віку культури (%) (M±m; n=6)

З'ясувавши, що мікроконідії 15-25 добових культур Trichophyton verrucosum Кн-01 та Trichophyton mentagrophytes ТМЧ найбільш стійкі до висушування, ми визначали їхню оптимальну концентрацію в суспензії для ліофілізації. Кількість живих мікроконідій після сушки визначали шляхом підрахунку колонієутворюючих одиниць у 1 см³ суспензії (табл. 5).

Наведені дані свідчать, що під час висушування краще зберігалися мікроконідії в концентрації 200-600 х 10⁶ в одному мілілітрі. За цих умов збереженість мікроконідій сягала 84-95 %. Зменшення вмісту мікроконідій у суспензії до 100 клітин знижувало їхню життєздатність (75-80 %). Збільшення концентрації до 700 - 800 х 10⁶ /см³ мікроконідій призводило до часткової загибелі спор. Їхня кількість сягала відповідно 72-75 % і

57-60 %. Подальше збільшення концентрації спор у суспензії призводило до загибелі значної кількості спор - 50 % і більше. Різниця значень наведених показників вірогідна за Р < 0,001; * = 0,01 < P < 0,001 відносно значень відповідних показників до висушування.

Таблиця 5. Вплив концентрації мікроконідій в суспензії на їх життєздатність після ліофілізації (M±m; n=6)

На підставі одержаних даних визначено, що для виготовлення сухої, живої, бівалентної вакцини оптимальна концентрація мікроконідій у суспензії для сушки повинна бути в межах 200-600 х 10⁶ /см³. У цих межах життєздатність після висушування зберігали 84-95 % мікроконідій.

Розробка технології виготовлення живої концентрованої ліофілізованої вакцини проти трихофітії великої рогатої худоби.

Принципова схема виготовлення лабораторних зразків вакцини має такі етапи:

1. Підготовка поживного середовища й лабораторного посуду.

2. Роздільний висів вакцинних штамів та їх інкубація.

3. Роздільне знімання грибниці.

4. Роздільна гомогенізація грибної маси та її стандартизація.

5. Підготовка захисного середовища

6. Об'єднання гомогенатів культур між собою та захисним середовищем.

7. Фасування вакцини.

8. Ліофілізація вакцини.

9. Укупорка та маркування.

10. Контролювання вакцини згідно з показниками ТУ У.

Використовуючи таку схему, ми виготовили 3 експериментальні серії вакцини для досліджень.

З цією метою, після перевірки біологічних властивостей, використовували селекціоновані високоспороносні штами Кн-01 і ТМЧ. Для цього культури трихофітонів засівали на матраци з твердим поживним середовищем ДНКІБШМ або сусло-агаром, використовуючи по 2 матраци на штам. Культури інкубували за 26±1 °С впродовж 18-21 доби за обов'язкового періодичного контролювання росту культур кожні 3-5 діб. На 21 добу, якщо ріст на матрацах був характерним для культур і контамінації бактеріальною чи грибковою мікрофлорою не спостерігали, асептично знімали верхній шар культури та переносили його в стерильну скляну банку. Кожну культуру знімали в окремий посуд. Потім зняту культуру переносили в стерильний міксер, додавали 300 см³ стерильного розчину гіпохлориту натрію або фізіологічного розчину та гомогенізували. Гомогенізацію кожного штаму здійснювали окремо. Отриману суспензію фільтрували через ватно-марлевий фільтр у окрему тару. Отриманий гомогенат перевіряли на відсутність бактеріальної й грибкової контамінацій за загальноприйнятими методиками, а також визначали концентрацію мікроконідій у камері Горяєва. Впродовж 5 діб контамінації сторонньою мікрофлорою не було виявлено, спостерігався типовий ріст трихофітонів. Під час підрахунку концентрації мікроконідій у камері Горяєва встановлено, що вона сягала 188±20,3 х 10⁶/см^3.. Далі гомогенати асептично об'єднували в одну ємкість і розводили гіпохлоритом натрію з таким розрахунком, щоб після додавання захисного середовища концентрація мікроконідій у 1 см³ була в межах 30-60 х 10^6.. Отриманий гомогенат за постійного перемішування фасували в стерильні флакони по 2 см³ і висушували.

Отриману вакцину перевіряли на відсутність бактеріальної й грибкової контамінацій, нешкідливість і концентрацію мікроконідій і живих мікроконідій та за іншими показниками згідно з вимогами НД. У результаті досліджень було встановлено, що вакцина була нешкідливою, не мала сторонньої контамінації, концентрація мікроконідій була 55,6±3,2 х 10⁶, а концентрація живих мікроконідій була 45,0±2,9 х 10⁶, розчинялась за

1,5±0,12 хвилин, масова частка вологи складала 2,7±0,19 %, концентрація водневих іонів - 6,9±0,33. Після отримання позитивних результатів контролю вакцину маркували й пакували. Вакцину зберігали за температури 4-8 °С до використання. За цією технологією виготовили 3 мікросерії вакцини. Препарат було названо “Триходерм”.

З метою вивчення стабільності вакцини під час зберігання та впливу температури на життєздатність мікроконідій ми провели 6 дослідів. Упродовж 18 місяців вакцину зберігали за температури 6±2 °С та за 20±2 °С. У дослід узяли флакони трьох серій вакцини із залишковою вологою в середньому 2,6±0,1 %, укупорених під вакуумом. Вихідна життєздатність мікроконідій сягала в середньому 87,7±0,46 %.

У результаті здійснених досліджень установлено, що під час зберігання флаконів з вакциною за температури 6±2 °С відсоток живих мікроконідій у середньому по трьох серіях через 12 місяців становив 82±3,6 %, а через 18 місяців - 81±3,6 %. Зберігання вакцини за температури 20±2 °С призводило до зниження кількості живих мікроконідій через 12 місяців до 42±5,8 %, а через 18 місяців - до 37,5±5,9 %.

Визначення оптимальної імунізуючої дози вакцини для профілактики трихофітії. Досліди щодо визначення оптимальних профілактичних доз вакцини здійснювали на 42 кролях і 20 телятах. З кролів було сформовано 7 груп по 6 голів у кожній. Тварин шести перших груп щепили вакциною “Триходерм” у дозах від 1 до 60 х 10⁶ мікроконідій у 1 см³. Сьома група кролів відігравала роль інтактного контролю. Через 30 діб після другого щеплення провели визначення імуногенності шляхом нашкірного зараження всіх тварин контрольними штамами трихофітонів - С-102 і

ТМЧ-К в дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри.

Установлено, що в тварин, щеплених у дозах 1, і 5 х 10⁶ мікроконідій у 1 см³, починаючи з 15 доби після контрольного зараження, з'явились ознаки захворювання на трихофітію. Кролі інших груп витримали контрольне зараження й не захворіли. У 2-й групі (доза 5 х 10⁶ мікроконідій у 1 см³) з клінічними проявами не захворів один кріль із шести, але під час культурального дослідження від нього була виділена культура контрольного штаму T. mentagrophytes. Культуру T. verrucosum від цієї тварини не виділили. Під час мікроскопічного дослідження захворювання також не підтвердилося. Контрольні кролі захворіли з проявами типової трихофітії після зараження обома контрольними штамами. Захворювання контрольних тварин, а також тварин 1-ї та 2-ї груп було підтверджене позитивними результатами мікроскопічного й культурального досліджень. Тривалість клінічного захворювання спостерігалась упродовж 38-50 діб.

У досліді на 24 телятах віком 1-3 місяці сформували 4 групи по 6 голів у кожній. Телят трьох груп імунізували експериментальною вакциною з концентрацією 5, 10 і 20 х 10⁶ мікроконідій у 1см³. Телятам четвертої групи вводили по 1 см³ фізіологічного розчину натрію хлориду. Щеплення робили двічі з інтервалом 12 діб. Через 30 діб після другого щеплення здійснювали нашкірне зараження телят контрольними штамами С-102 і ТМЧ-К. Спостереження проводили впродовж 60 діб після зараження. Результати досліджень наведені в таблиці 6.

Таблиця 6. Визначення профілактичної дози вакцини на телятах

Здійсненими дослідженнями встановлено, що на 15 добу після інфікування у трьох вакцинованих тварин першої групи з'явилися зміни шкіри, викликані T. mentagrophytes. Ще у трьох тварин на 17 день з'явилися зміни шкіри, спричинені T. verrucosum і T. mentagrophytes. Починаючи з 18 доби, ураження шкіри, спричинені T. verrucosum, виявили в двох раніше захворілих тварин. На місці аплікації контрольного штаму T. verrucosum спостерігали переважно одиничні мікотичні вогнища. На місці аплікації контрольного штаму T. mentagrophytes, навпаки - зливні мікотичні ураження. Одужання тварин спостерігали з 50 доби після зараження. У телят другої групи впродовж 16 діб після інокуляції контрольних штамів клінічних проявів захворювання не спостерігали. На 17 добу в одного теляти зареєстрували утворення лупи в місцях інокуляції. Розвитку патологічного процесу в подальшому не відбувалось і з 27 доби теля почало одужувати - лупіння шкіри припинилось, запалення шкіри зникло, вона набула фізіологічного кольору і ділянка ураження почала заростати волоссям. Телята третьої щепленої групи не захворіли. Усі контрольні тварини хворіли з клінічними ознаками трихофітії. Захворювання тварин підтверджували мікологічними дослідженнями. У клінічно хворих тварин діагноз підтвердився мікроскопічними дослідженнями та виділенням заражаючої культури.

Отже, як у досліді на лабораторних тваринах, так і в досліді на телятах, установлено, що доза вакцини, яка здатна утворювати необхідний імунний захист у тварин, не може бути меншою, ніж 10 х 10⁶ мікроконідій (тобто не менше, ніж 5х10⁶ мікроконідій кожного вакцинного штаму).

Визначення нешкідливості вакцини “Триходерм”. Нешкідливість вакцини визначали в дослідах на морських свинках і телятах. Для визначення загальної та місцевої нешкідливості було відібрано 30 морських свинок, які були поділені на три групи по 10 тварин у кожній.

Тварин 1-ї групи було щеплено підшкірно, 2-ї групи - в м'язи стегна. Тваринам 3-ї групи замість вакцини вводили внутрішньом'язово такий же об'єм фізіологічного розчину натрію хлориду в м'язи стегна. Щеплення робили двічі з інтервалом 14 діб, для кожної ін'єкції використали по 0,5 см³ вакцини й фізіологічного розчину відповідно. Згідно з даними щодо контролю вакцини в 0,5 см³ розчину було 18 х 10⁶ мікроконідій вакцинних штамів T. verrucosum Кн-01 і T.mentagrophytes ТМЧ, що становило потрійну профілактичну дозу.

Під час щеплення, упродовж 3 діб після нього та на 7-й день після щеплення оглядали місця ін'єкції вакцини та візуально оцінювали загальний стан тварин. Отримані результати засвідчили, що в деяких морських свинок, як після підшкірної й внутрішньом'язової ін'єкції вакцини, так і після внутрішньом'язової ін'єкції фізіологічного розчину, виникали незначні локальні реакції в місці ін'єкції (припухлість, почервоніння), які зникали впродовж 5-7 діб.

Нешкідливість вакцини досліджували також на 25 головах великої рогатої худоби. Було створено дві групи по 10 голів кожна для щеплення та контрольну групу з 5 голів. Усім тваринам вакцину вводили внутрішньом'язово в ділянку правої або лівої сторони шиї дворазово по 3 см³ (потрійна імунізуюча доза) з інтервалом 14 діб. Контрольним телятам вводили внутрішньом'язово в ділянку правої або лівої сторони шиї фізіологічний розчин кухонної солі по 3 см³.

Тварин усіх груп досліджували під час щеплення, упродовж 3 діб після нього та на 7-й день після щеплення -оглядали місця ін'єкції вакцини та візуально оцінювали загальний стан тварин. Два заключних дослідження здійснювали відповідно через 14 діб після щеплення.

Упродовж 30 діб (час досліду) за результатами клінічного огляду щеплених тварин не було встановлено змін загального стану. У більшості тварин змін у місці інокуляції вакцини також не відзначено, хоч у восьми тварин були виявлені зміни в місці ін'єкції, що виявлялося підвищенням місцевої температури. У двох з них виявили набряк у місці ін'єкції з м'якою консистенцією. Ці зміни виникли винятково після другого щеплення й зберігалися максимум три дні. Болю або сверблячки під час пальпації не виявляли. На заключному огляді (16 діб після другого щеплення) місця ін'єкції вакцини були непомітними. У контролі ні змін загального стану, ні змін в місці інокуляції фізіологічного розчину не спостерігали.

Отже, введення потрійної дози вакцини лабораторним тваринам і телятам не спричиняли патологічних змін в місці введення чи розладу загального стану, що свідчить про нешкідливість препарату для тварин.

Визначення профілактичної ефективності вакцини. Профілактичну ефективність щеплення досліджували шляхом прямого експериментального зараження вірулентними штамами T. verrucosum С-102 і T. mentagrophytes ТМЧ-К. З цією метою використали 27 морських свинок. Інфікуюча доза становила 2,5 х 10⁶ мікроконідій/см² шкіри. Зараження здійснювали нашкірним способом через 65 діб після другого щеплення. Спостерігали за тваринами впродовж 33 діб.

Після контрольного зараження 10 морських свинок щеплених внутрішньом'язово, спостерігали такий перебіг. Від 6 до 21 доби у восьми тварин зафіксовано тільки почервоніння й припухлість на місці інокуляції контрольних штамів. Дві морські свинки прореагували утворенням кірок і лупи та легких струпів на місці інфікування. Найвища стадія вияву клінічних ознак хвороби спостерігалася між 18 та 21 добою після інфікування. Через 5 діб струпи зникли в однієї тварини, а кірки й лупа відокремилися та зникли в неї до кінця спостереження. До кінця досліду тільки в однієї морської свинки були кірки й лупа, шкіра інших тварин у місцях інокуляції контрольних штамів заростала волоссям. Зміни шкіри в інших місцях, крім місця інокуляції ("сателітні" ураження), не були встановлені в жодної тварини.

Таким чином, у 8 морських свинок до 26 доби після інфікування спостерігали тільки ледь помітне почервоніння й припухлість місця інокуляції. Через 33 доби (кінець спостереження) у 9 морських свинок не виявили ніяких змін шкіри в місці зараження. Під час мікологічного дослідження культури контрольних штамів були виділені від двох клінічно хворих тварин на 18 добу після зараження.

Із 7 морських свинок, щеплених підшкірно, захворіли із клінічними ознаками трихофітії й утворенням струпів 6 тварин. У однієї тварини на місці інокуляції культури утворилися лупа й кірки. Зміни шкіри з'явилися через

7-11 діб після зараження та досягли максимуму впродовж 11-18 діб. У 5 тварин струпи зникли вже до 21 доби, а на місці інокуляції були лупа й кірки або припухлість і почервоніння. Тільки в однієї морської свинки трихофітійні струпи зберігалися до 21 доби після інфікування. До кінця досліду (33 доба) на місці експериментального інфікування шкіра в двох тварин ще була почервонілою й припухлою. Шкіра інших тварин не мала ознак захворювання. Під час мікологічного дослідження підтверджено захворювання всіх морських свинок, щеплених підшкірно. Наприкінці спостереження (26 день) у трьох морських свинок ще виділялися культури трихофітонів. Усі 10 контрольних морських свинок, яким внутрішньом'язово ввели фізіологічний розчин, після зараження захворіли з утворенням лупи, кірок або трихофітійних струпів на місці інокуляції.

Отже, після контрольного зараження з 10 морських свинок, щеплених внутрішньом'язово, 8 голів не виявили ознак захворювання, а дві легко захворіли та одужали впродовж 33 діб. Із 7 морських свинок, щеплених підшкірно, легко перехворіли всі тварини. Контрольні морські свинки після зараження захворіли всі з тяжким перебігом хвороби, і в 7 тварин до кінця спостереження реєстрували трихофітійні струпи та кірки.

Визначення профілактичної ефективності вакцини здійснювали також у дослідах на великій рогатій худобі. У першому досліді використали 10 телят віком 10 місяців, у другому - 21 телицю віком від 2-х до 8 міс., з яких формували по 2 групи. Дослідних тварин щепили двічі вакциною “Триходерм”, контрольні отримали таку ж дозу фізіологічного розчину натрію хлориду.

У першому досліді після зараження щеплених і контрольних тварин відзначали, що в щеплених тварини місця інокуляції контрольних культур залишались без видимих змін і після 20 доби заростали волоссям. Лише в двох тварин спостерігали почервоніння й незначне запалення шкіри, яке зникло до 30 доби після зараження. Контрольні тварини захворіли з яскраво вираженою клінічною картиною трихофітії після зараження обома штамами. При цьому штам ТМЧ-К був агресивнішим, викликав більш глибокі зміни шкіри та мав тенденцію до поширення на інші ділянки тіла. До 70 доби (термін спостереження) контрольні тварини не одужали, ураження шкіри з'явилося на інших ділянках тіла. Під час мікологічного дослідження місць інокуляції в щеплених тварин виявити наявність трихофітонів не вдалося ні мікроскопічно, ні культурально. Від контрольних тварин були виділені вихідні культури і мікроскопічними дослідженнями підтверджено захворювання на трихофітію.

У другому досліді жодна з імунізованих тварин після контрольного зараження не захворіла на трихофітію. У чотирьох тварин спостерігали почервоніння та легке запалення шкіри після інокуляції культури T.mentagrophytes, у двох тварин - після інокуляції T. verrucosum.

Контрольні (нещеплені) тварини всі захворіли на трихофітію. Серед них у однієї тварини спостерігали зливні мікотичні ураження, ще в однієї - місце інокуляції було повністю покрито струпами. У семи тварин спостерігали тенденцію до поширення зони інокуляції, а ще в двох - ураження на інших ділянках тіла. Під час мікологічних досліджень установлено, що в жодної дослідної тварини захворювання не підтвердилося. У той же час у контрольних тварин, починаючи з 12 доби, 8 голів були культурально позитивні, а на кінець досліджень у всіх тварин захворювання на трихофітію було підтверджено мікроскопічним дослідженням і виділено культури контрольних штамів збудників. До 38 доби (термін спостереження) контрольні тварини не одужали.

Отже, всі щеплені тварини (15 голів) витримали експериментальне зараження, а всі контрольні, нещеплені (16 голів) захворіли на трихофітію з тяжким клінічним перебігом.

Порівняльні випробування вакцин "Триходерм" і ЛТФ-130. Досліди здійснювали на морських свинках і телятах. З 30 морських свинок сформували 6 дослідних груп. Із них по 2 групи дворазово щеплювали вакциною “Триходерм” і ЛТФ-130, а дві залишали для контролю. Контрольне зараження проводили нашкірним методом у попередньо вистрижені й скарифіковані ділянки шкіри розміром 4х4 см за лопатками. Для зараження використовували вірулентні штами T. verrucosum С-102 і T. mentagrophytes ТМЧ-К. Тварин перших чотирьох груп щепили з розрахунку 1 профілактична доза в 0,5 см³ розчину. Повторне щеплення зробили через 15 діб. Через 27 діб після другого щеплення здійснили контрольне зараження тварин. Морських свинок першої, третьої та п'ятої груп заражали штамом T. verrucosum С-102, тварин другої, четвертої та шостої груп - T. mentagrophytes ТМЧ-К.

Проведеними дослідженнями встановлено, що контрольні морські свинки тяжко хворіли з типовою клінічною картиною трихофітії. Мікологічними дослідженнями від них виділяли культури трихофітонів. Морські свинки щеплені вакциною “Триходерм”, після зараження штамами T. verrucosum і T. mentagrophytes на трихофітію не хворіли. Діагноз на трихофітію у них не був підтверджений ні мікроскопічними, ні культуральними дослідженнями. Морські свинки щеплені вакциною

ЛТФ-130, хворіли з клінічними проявами трихофітії тільки після зараження штамом T. mentagrophytes. Від них виділяли вихідну культуру.

Порівняльні випробування вакцин "Триходерм" і ЛТФ-130 також здійснили на 10 головах клінічно здорових телят віком 3-4 місяці. Було сформовано 3 експериментальні групи. Перша група (4 голови) була щеплена вакциною "Триходерм", друга група (4 голови) була щеплена вакциною ЛТФ-130, третю групу (2 голови) не щепили та використовували як контрольну. Щеплення телят перших двох груп здійснювали згідно з настановою щодо застосування вакцин (1 і 5 см³ відповідно). Друге щеплення зробили через 16 діб. Через 27 діб після другого щеплення здійснили контрольне зараження тварин. Контрольне зараження здійснювали нашкірним методом у попередньо вистрижені й скарифіковані ділянки шкіри розміром 5х5 см у середній третині шиї. Для зараження використовували вірулентні штами T. verrucosum С-102 і T. mentagrophytes ТМЧ-К у дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри. Термін спостереження за телятами становив 70 діб.

Після контрольного зараження встановлено, що в телят, щеплених вакциною “Триходерм”, спостерігали гіперемію шкіри й утворення лупи з обох боків зараження. Ці зміни спостерігалися з 7 до 21 доби, після чого почалося відновлення волосяного покриву на ділянках інокуляції вірулентних культур. У телят, щеплених вакциною ЛТФ-130, у місці інокуляції штаму T. verrucosum С-102 спостерігали гіперемію шкіри і утворення лупи. На місці інокуляції штаму T. mentagrophytes ТМЧ-К спостерігали прогресуюче захворювання з розширенням зони ураження, появою трихофітійних струпів і нових осередків ураження. Контрольні тварини хворіли після зараження обома штамами з вираженою клінічною картиною трихофітії. Під час мікологічного дослідження матеріалу з осередків ураження контрольних телят мікроскопічно було підтверджено захворювання на трихофітію й виділено культури контрольних штамів. Від телят першої групи культури трихофітонів після інокуляції виділити не вдалося, мікроскопічні дослідження захворювання теж не підтвердили. У той же час від телят другої групи після зараження було виділено лише культуру T. mentagrophytes. Від контрольних тварин виділяли обидва збудники трихофітії.

Отже, на відміну від вакцини ЛТФ-130, вакцина “Триходерм” захищала тварин від захворювання на трихофітію в разі зараження як культурою Trichophyton verrucosum, так і Trichophyton mentagrophytes.

Вивчення профілактичної ефективності вакцини у виробничих умовах. У досліді використали 228 голів великої рогатої худоби, що були розміщені на фермі. У 31 тварини спостерігали всі ступені захворювання на трихофітію - від одиничних мікотичних змін, особливо в ділянці голови, шиї й хвоста, до генералізованої трихофітії. Клінічно хворих тварин утримували окремою групою впродовж двох місяців. Для профілактики 93 клінічно здорових тварини віком від 2 до 6 місяців щепили вакциною "Триходерм". Як контрольну групу залишили 104 нещеплених тварини віком від 5 до 10 місяців.

Через 4 тижні після другого щеплення тварин з карантину переставили в загальне приміщення. Щеплених і контрольних тварин клінічно досліджували з інтервалом 7 діб на предмет клінічного прояву захворювання на трихофітію. У разі підозри виникнення осередку трихофітії здійснювали мікологічні дослідження зіскрібків шкіри.

Серед 93 щеплених тварин впродовж 3-8 тижнів захворіли 5 (5,37 %) голів з клінічними ознаками трихофітії. Діагноз був підтверджений мікологічними дослідженнями зіскрібків шкіри. З 5 захворілих тварин у 4 з'явилися одиничні трихофітійні ураження, обмежені однією ділянкою тіла (легкий ступінь ураження). За такого перебігу хвороби тварини видужують без додаткового втручання - через 15-20 діб кірочки відпадають, і до 30 доби місце ураження покривається новим волоссям. У нашому випадку вже на

20-25 добу ознаки захворювання зникали, і в місцях ураження виросло нове волосся. При цьому одна щеплена тварина захворіла на трихофітію вже через три тижні після другої імунізації, а ще одна - через 4. Зважаючи на те, що інкубаційний період при трихофітії триває від 3 до 5 тижнів, можна припустити, що ці тварини були інфіковані ще перед щепленням, або щеплення здійснювалася вже в інкубаційному періоді. І лише в однієї щепленої тварини (1 %) були ознаки трихофітії середнього ступеня ураження з 10 осередками на різних ділянках тіла.

З 22 (23 %) захворілих контрольних, нещеплених тварин у 6 з'явилися незначні зміни на шкірі, у 8 тварин - ураження середнього ступеня й у 3 тварин реєстрували тяжкі ураження з більше, ніж 20 трихофітійними осередками в різних ділянках тіла. У 5 тварин реєстрували генералізовану форму трихофітії з численними осередками ураження, розташованими по всьому тілу. 82 теляти не захворіли на трихофітію впродовж 60 діб спостереження.

Таким чином, здійснені дослідження свідчать про високу імуногенну активність вакцини “Триходерм” як в експериментах (80-100 %), так і під час застосування вакцини в польових умовах, де вона показала високий рівень захисту тварин (95 %).

Вивчення терапевтичної ефективності вакцини. Для вивчення терапевтичної ефективності вакцини використали 33 теляти з різним клінічним перебігом захворювання. Телятам вводили дві або три профілактичні дози вакцини з інтервалом 14 діб. У першому досліді, коли застосували вакцину “Триходерм” на 27 телятах віком до 9 місяців, клінічно хворих на трихофітію, встановлено, що три голови повністю вилікувалися через три тижні, сім - через чотири, шість - через п'ять тижнів. Дві тварини одужали через 6 тижнів після другого щеплення, а одна - через 7 тижнів. П'ять тварин упродовж терміну спостереження (10 тижнів) після другого щеплення не одужали. З п'яти тварин з генералізованою формою захворювання, які через 14 діб після другого щеплення були додатково імунізовані втретє, дві не одужали за час спостереження.

Позитивні результати ми отримали і в другому досліді щодо терапевтичного застосування вакцини “Триходерм”. Із 6 хворих після експериментального зараження телят упродовж 3-х тижнів вилікувалось 4 голови. Дві тварини за 3 тижні (термін спостереження) одужати не встигли, але мали позитивну динаміку одужання. При цьому тварини, що були раніше щеплені, вилікувалися швидше.

Таким чином, вакцина “Триходерм” мала виражену терапевтичну дію й під час застосування в рекомендованій дозі (дві профілактичні) забезпечувала клінічне одужання тварин у термін від 3 до 6 тижнів залежно від тяжкості патологічного процесу. За генералізованої форми захворювання рекомендується й третє щеплення тварин.

Показники гуморального імунітету в щеплених тварин. З метою вивчення імунобіологічної перебудови організму та формування специфічного імунітету в щеплених тварин ми застосували реакцію аглютинації (РА). Для реакції використовували антигени, виготовлені нами з гомологічних штамів трихофітонів. Для першого досліду було використано 10 кролів масою тіла 2,5-3 кг, нещеплених проти трихофітії. Першу групу кролів щепили експериментальною вакциною "Триходерм" серії № 2, другу групу - вакциною ЛТФ-130. До щеплення титр аглютинінів становив 4,12±0,42-4,52±0,54 lоg_2. Найвищий титр аглютинінів у щеплених кролів спостерігали на 20-30 день після другого щеплення - у середньому, для першої групи 6,72±0,63-7,52±0,65 lоg₂ (1:112-1:176) для T. verrucosum і 6,72±0,63-7,92±0.85 lоg₂ (1:112-1:224) для T. mentagrophytes. У кролів другої групи - 6,32±0,59-7,52±0,65 lоg₂ (1:88-1:176) для T. verrucosum. У тварин цієї групи до антигена з T. mentagrophytes аглютинінів не виявили.

Для другого досліду використали 24 теляти віком 3_6 місяців. І-у групу тварин щепили вакциною ЛТФ-130, ІІ-у - експериментальною вакциною “Триходерм”. Отримані результати свідчать, що після дворазового щеплення через 28 діб різко збільшувався титр аглютинінів, з максимальним підйомом у період 45-60 діб і поступовим зниженням. До 180 доби титр аглютинінів наближався до рівня, зафіксованого після першого щеплення. При цьому в тварин, щеплених вакциною ЛТФ-130, титри аглютинінів до антигена з

T. mentagrophytes не зростали й були на рівні фону 4,24±0,27 lоg₂ (1:23), а до антигена з T. verrucosum сягали 8,4±1,15 lоg₂ (1:360). Титри аглютинінів у тварин другої групи до антигенів з обох збудників були приблизно рівними і знаходилися у межах 8,4±1,07-8,49±0,97 lоg₂ (1:373-1: 386).

Таким чином, вакцина “Триходерм” викликає імунну перебудову організму тварин та індукує появу гуморального імунітету до двох видів збудників трихофітії. Титри аглютинінів у сироватці крові тварин після щеплення вакциною “Триходерм” були на рівні титрів аглютинінів у сироватці крові тварин, щеплених комерційною вакциною ЛТФ-130 (8,4±1,07-8,4±1,15 lоg₂). Рівень аглютинінів сягав максимальних показників через 2 місяці після другого щеплення та поступово знижувався до фонового рівня через 6 місяців.

Вивчення факторів імунітету в тварин, щеплених вакциною “Триходерм”. Вивчення імунологічної перебудови організму тварин після щеплення грибковими вакцинами вивчали в дослідах на 20 кролях і 36 телятах. Як контрольних використовували нещеплених та щеплених вакциною „ЛТФ-130” тварин. Здійснені дослідження засвідчили, що в щеплених тварин реєстрували вірогідне зростання рівня циркулюючих імунних комплексів (ЦІК) середньої молекулярної маси на 0,04±0,02 мг/см³ (17 %) та активності лізоциму на 26,5±2,8 мкг/см³ (34 %) у сироватці крові щеплених тварин відносно значень цих показників у контролі. При цьому концентрація серомукоїдів (Sm) у сироватці крові тварин, щеплених вакциною “Триходерм”, була вірогідно нижчою від значень цього показника в телят, щеплених вакциною „ЛТФ-130”, що свідчить про відсутність шкідливих імуносупресивних ефектів під час застосування препарату „Триходерм” на організм тварин. Виявлено поступове зростання рівня загального білка в сироватці крові тварин, щеплених вакциною “Триходерм”, за рахунок підвищення кількості г-глобулінів, що впливало відповідно й на загальну кількість глобулінів відносно значень цих показників у контрольній групі. Зростання рівня загального білка відносно контрольних значень протягом експерименту в середньому становило - 15,5 %, кількості г-глобулінів - 40,1 %, загальних глобулінів - 21,0 % відповідно. У сироватці крові телят, щеплених вакциною ЛТФ-130, було зафіксовано лише вірогідне зростання кількості г-глобулінів та відповідно загальних глобулінів у середньому на 31,5 і 20,3 % через 4 тижні після щеплення на фоні тенденції до підвищення значень рівня загального білка. Слід відзначити, що виявлене зростання показників білкового профілю крові щеплених телят упродовж експерименту було в межах прийнятих референтних значень (норма) відповідних показників для великої рогатої худоби. Разом з тим необхідно підкреслити, що в сироватці крові контрольних телят рівень загальних протеїнів поступово знижувався впродовж експерименту. Виходячи з того, що імунні комплекси середньої молекулярної маси є активаторами системи комплементу та В-лімфоцитів, визначені нами посилення утворення ЦІК та активацію лізоциму можна розглядати в даному випадку як індукцію гуморальної ланки імунітету внаслідок щеплення.

Про відтворення імунної відповіді внаслідок дії запропонованої вакцини свідчить також визначене посилення синтезу імуноглобулінів класів G і М у сироватці крові дослідних телят. Більш ранню відповідь імунної системи реєстрували в тварин, щеплених препаратом “Триходерм”, тенденцію якої спостерігали вже на початку досліду - після щеплення, що в подальшому набула вірогідності та залишалася до кінця експерименту. Так, через 10 тижнів після імунізації зростання кількості імуноглобулінів класів G і М у сироватці крові телят цієї дослідної групи становило відповідно 18,4 і 30,4 % відносно контрольних значень.

Застосування вакцини “ЛТФ-130” відрізнялося за впливом на організм телят. Вірогідне зростання кількості імуноглобулінів класів G і М фіксували лише наприкінці експерименту (70 доба), яке було менш виражене. На початку досліджень - після щеплення - кількість імуноглобулінів класів G і М була навіть нижчою за контрольні значення, але ці зміни були не вірогідні.

Отже, як комерційна жива, суха вакцина “ЛТФ-130” так і експериментальна вакцина „Триходерм” спричиняли імунну перебудову організму тварин, зокрема викликали збільшення вмісту імуноглобулінів у сироватці крові щеплених тварин порівняно з контрольними й не чинило імуносупресивної дії на організм тварин.

Визначення тривалості імунітету після щеплення вакциною “Триходерм”. Для виконання поставленої мети було використано 10 телиць віком 8-12 місяців. Тварин щепили вакциною "Триходерм" двічі з інтервалом 12 діб у дозі 3 см³. Для контролю використовували не щеплених проти трихофітії телят віком 2-4 місяці, яких відбирали окремо для кожного дослідження по 1-2 голови. Упродовж 12 місяців здійснювали регулярні (з інтервалом 3 місяці) зараження щеплених телиць вірулентними штамами збудників трихофітії. За тваринами спостерігали впродовж 25-35 діб після зараження. Контрольне зараження здійснювали нашкірним методом у попередньо вистрижені й скарифіковані ділянки шкіри розміром 5х5 см за лопатками в дозі 2,5 х 10⁶ мікроконідій на 1 см² шкіри.

Установлено, що з 10 щеплених тварин у однієї телиці спостерігали незначні зміни шкіри, викликані дерматофітами, через 9 і 12 місяців після щеплення. Ще в однієї такі ж зміни спостерігали через 12 місяців після щеплення. Ураження шкіри в цих тварин не мало поширення та зникало через 20-25 діб без лікування. У інших тварин видимих змін шкіри в місці інфікування не реєстрували.

Усі нещеплені контрольні тварини хворіли з клінічним проявом трихофітії в місці інфікування. При цьому захворювання на зараження штамом T. mentagrophytes розвивалося більш інтенсивно, ніж на зараження штамом T. verrucosum. Клінічні прояви захворювання підтверджувалися мікроскопічними та культуральними дослідженнями.

Підсумовуючи отримані нами наукові результати, необхідно зазначити, що наші дослідження були спрямовані на створення нового вітчизняного препарату для специфічної профілактики й терапії трихофітії великої рогатої худоби. У результаті ми удосконалили лабораторну діагностику дерматомікозів тварин, виділили й селекціонували вітчизняні виробничі вакцинні й контрольні вірулентні штами збудників трихофітії великої рогатої худоби, розробили ефективний спосіб довготривалого збереження виробничих штамів дерматофітів, розробили технологію виготовлення високоефективної бівалентної вакцини проти трихофітії великої рогатої худоби з урахуванням циркуляції збудників захворювання в Україні. Порівняльні дослідження комерційної вакцини “ЛТФ-130” та бівалентної вакцини “Триходерм” дають підставу стверджувати, що вакцина “Триходерм” забезпечує надійний захист і лікування від двох збудників трихофітії великої рогатої худоби - Trichophyton verrucosum і Trichophyton mentagrophytes, а вакцина “ЛТФ-130” лише від одного - Trichophyton verrucosum. За показниками "нешкідливість" та "протективна активність" вакцина “Триходерм” не поступається комерційній вакцині “ЛТФ-130”.

ВИСНОВКИ

1. Теоретично та експериментально обґрунтовано розробку й застосування бівалентної, живої, сухої, концентрованої вакцини проти трихофітії великої рогатої худоби на підставі вивчення особливостей перебігу захворювання, етіологічної структури, вивчення біологічних властивостей збудників, селекції виробничих штамів. На Державній Сумській біологічній фабриці впроваджено технологію виготовлення вакцини “Триходерм”. Розроблено систему довготривалого зберігання культур трихофітонів та вдосконалено лабораторну діагностику трихофітії.

2. Уперше в Україні встановлено, що захворювання великої рогатої худоби на трихофітію спричиняють два види збудників - Trichophyton verrucosum i Trichophyton mentagrophytes. Клінічні прояви захворювання в тварин, спричинені T. verrucosum, установлено в 75,9 % обстежених господарств, Trichophyton mentagrophytes - у 13,8 %, асоціацією обох збудників - у тварин 10,3 % обстежених господарств.

3. Установлено сезонні, вікові та клінічні особливості перебігу трихофітії. Захворювання реєструвалося незалежно від пори року з тенденцією поширення в зимово-весняний період (з лютого по квітень); хворіли переважно телята у віці 2-6 місяців (84,0 % клінічно хворих тварин). Найменше тварин хворіло у віці молодше від двох місяців (4 %) і старше від 2-х років (2 %). Впливу статевої або породної належності на рівень захворюваності великої рогатої худоби на трихофітію не виявлено. Інкубаційний період захворювання сягав 12-25 діб. Виявлено десиміновану, плямисту та стерту (атипову) форми захворювання. Найбільше поширення мала плямиста форма хвороби - 69,6 % хворих тварин.

4. Ізольовано 147 епізоотичних культур трихофітонів. Після селекції відібрано для досліджень 10 штамів, які різнилися між собою за культурально-морфологічними ознаками й патогенністю для тварин. Класичним ознакам T. verrucosum відповідав один штам - "С-102", а з виділених культур T. mentagrophytes - штами "ТМЧ" і "ТМЧ-К". Отримані дані зумовили їх використання під час виробництва та контролювання вакцини.

5. Удосконалено методику лабораторної діагностики дерматомікозів тварин. Використання селективних поживних середовищ з циклогексемідом та антибактеріальними препаратами під час первинних висівів матеріалу, зумовлюють підвищення ефективності ізоляції культур на 37 % і скорочують час виділення T. verrucosum вдвічі.