Создание рекомбинантных плазмид для экспрессии гликопротеинов хантавирусов. Гены гликопротеинов G1 и G2 хантавирусов Andes (ANDV) и Sin Nombre (SNV) амплифицировали методом ОТ-ПЦР и клонировали в плазмиду pcDNA3 (Invitrogen) c помощью специфичных праймеров. Открытая рамка считывания (ORF) сегмента М вируса ANDV получена асимметричным ПЦР из независимо клонированных генов G1 и G2 и клонирована в плазмиду pcDNA3. Далее гены гликопротеинов субклонировали в экспрессионный вектор pTM-1 (Fuerst, Niles, Studier and Moss, 1986). В результате были получены плазмиды pTM-1-AndG1, pTM-1-AndG2, pTM-1-SNVG1, pTM-1-SNVG2 и pTM1-AndM. Также была создана плазмида pTM-1-SNVG1tr, кодирующая урезанную форму гликопротеина SNV-G1 без цитоплазматического хвоста. Анализ полученных плазмид проводили методами рестрикционного анализа и ДНК-секвенирования.

Локализация хантавирусных гликопротеинов при независимой экспрессии. Первый этап работы был направлен на выяснение возможности независимой экспрессии гликопротеинов G1 и G2 c применением вектора pTM1 (Fuerst, Niles et al. 1986). Клетки CV-1 инфицировали рекомбинантным вирусом вакцинии vTF7-3 и трансфицировали плазмидами pTM-1, экспрессирующими гликопротеины G1 или G2. В установленное время клетки собирали, ресуспензировали в буфере для нанесения проб в системе Лэмли и наносили на 10% SDS-PAGE. Анализ экспрессии проводили методом вестерн-блоттинга с применением специфичных АТ. Полученные данные показывает экспрессию SNV-G2 в клетках через 6, 12, 24 и 48 часов после трансфекции. Рекомбинантный SNV-G2 мигрирует в геле так же, как и нативный белок в инфицированных SNV клетках Vero-E6. Неинфицированные и инфицированные только вирусом vTF7-3 клетки CV-1 применяли в качестве отрицательного контроля. Показана экспрессия усечённого белка SNV-G1tr, лишённого трансмембранного и цитоплазматического доменов, которые, как считалось, содержат сигнал транспорта комплекса G1/G2 в аппарат Гольджи (АГ). АТ к SNV-G1 окрашивали 2 полоски с различными молекулярными массами. Похожую картину наблюдали ранее и для других хантавирусов (Spiropoulou 2001). Гликопротеин G1 содержит 3 потенциальных сайта гликозилирования. Для подтверждения того, что две полоски соответствуют различным гликозилированным формам SNV-G1, клетки обработали различными концентрациями тунакомицина перед трансдукцией и трансфекцией плазмидой рТМ1-SNV-G1tr. Согласно вестерн-блоттингу, негликозилированная форма SNVG1Tr имеет мйньшую молекулярную массу (49 кДа) в отличие от гликозилированной формы (57 кДа).

Рис. 3. Ко-иммунопреципитация гликопротеинов хантавирусов. Клетки Vero-E6 инфицировали вирусом вакцинии vTF7-3 и трансфицировали плазмидами pTM1, экспрессирующими ANDV-G1 и SNV-G2. Клеточные лизаты использовали для иммунопреципитации с помощью анти-пептидных АТ кролика к SNV-G2, мембраны инкубировали с моноклональными АТ мыши к ANDV-G1. Панель А. 1 -- ANDV-G1 и SNV-G2 ко-трансфицированные клетки; 2 -- клетки, инфицированные только вирусом вакцинии vTF7-3; 3 -- клетки, трансфецированные плазмидой pTM1, не кодирующей рекомбинантных белков; 4 -- клеточные иммунопреципитаты с помощью АТ кролика к ANDV-G2 и визуализированными на мембране моноклональными АТ к ANDV-G1. Панель Б. Авторадиография иммунопреципитата с помощью моноклональных АТ мыши к ANDV-G1 из лизата радиоактивно меченых клеток, инфицированных ANDV.

Чтобы показать, что G1 и G2 из двух различных штаммов хантавирусов обладают нативной конформацией и взаимодействуют друг с другом при ко-экспрессии, мы провели эксперименты по ко-иммунопреципитации гликопротеинов. Результаты иммунопреципитации и вестерн-блоттинга показывают прочные взаимодействия между молекулами гликопротеинов из различных вирусов (Рис. 3).

Клеточная локализация гликопротеинов G1 и G2 хантавирусов при независимой экспрессии и ко-экспрессии. Мы исследовали внутриклеточную локализацию гликопротеинов ANDV и SNV с применением маркёра АГ -- зоны Гольджи, и маркёра ЭР -- кальнексина. Иммунофлуоресцентный анализ показал, что при независимой экспрессии локализация G1 и G2 происходит не в АГ, а преимущественно в ЭР. При ко-экспрессии гликопротеинов с применением двух плазмид или плазмиды, экспрессирующей GPC, локализация гликопротеинов происходит в АГ. Аналогичную картину наблюдали и для внутриклеточной локализации гликопротеинов SNV. Полученные данные свидетельствуют о том, что транспорт и локализация гликопротеинов ANDV происходят по аналогии с вирусами HNTV и SNV и что экспрессия обоих гликопротеинов необходима для их правильной транспортировки в АГ (Pensiero, Jennings et al. 1988; Pensiero and Hay 1992).

Ко-экспрессия гликопротеинов хантавирусов. Предыдущие результаты показывают, что для правильного транспорта хантавирусных гликопротеинов и для формирования гетеродимера необходимы их одновременная экспрессия и функциональное взаимодействие. Таким образом, у нас появился инструмент, позволяющий оценить взаимодействие гликопротеинов из различных хантавирусов. Мы провели ко-трансфекцию плазмид, экспрессирующих гликопротеины SNV-G1+ANDV-G2 и ANDV-G1+SNV-G2. Аминокислотная гомология гликопротеинов G1 вирусов ANDV и SNV составляет 72%, а гликопротеинов G2 -- 85%. На рисунке 4 показаны результаты иммуногистохимического анализа внутриклеточной локализации гликопротеинов из различных хантавирусов при их ко-экспрессии. На рисунке видно, что обе комбинации гликопротеинов приводят к правильной внутриклеточной локализации, а именно -- в АГ. Полученные данные подтверждают ранее высказанные предположения Shi and Elliott и Spiropoulou et al., что сигнал локализации хантавирусных гликопротеинов в АГ, скорее всего, носит конформационный характер и строго не зависит от специфичной аминокислотной последовательности (Shi and Elliott 2002; Spiropoulou, Goldsmith et al. 2003).

Рис. 4. Ко-экспрессия и внутриклеточная локализация рекомбинантных белков разных хантавирусов. Гликопротеины хантавирусов окрашены зелёным, специфичные антигены АГ и ЭР -- красным цветом. Ряды АБВ, ЁЖЗ -- клетки, ко-трансфицированные плазмидами pTM1-SNV-G1 и pTM1-ANDV-G2. Ряд ГДЕ -- клетки, ко-трансфицированные плазмидами pTM1-ANDV-G1 иpTM1-SNV-G2.

Обсуждение. Цель работы -- исследование процессирования и транспорта гликопротеинов хантавирусов Нового Света. Также проведено исследование взаимодействия гликопротеинов G1 и G2 и роль конформационных взаимодействий при их транспортировке в АГ. В работе применяли гликопротеины G1 и G2 двух различных хантавирусов для доказательства гипотезы, что транспорт комплекса G1/G2 из ЭР в АГ зависит от конформации гликопротеинового комплекса. Для начала мы исследовали характер локализации гликопротеинов при экспрессии с отдельных кДНК. Иммунофлуоресцентный анализ с применением АТ к хантавирусным антигенам и АТ к специфичным антигенам ЭР и АГ показал локализацию обоих гликопротеинов G1 и G2 хантавирусов ANDV и SNV при их независимой экспрессии в ЭР и отсутствие их дальнейшего транспорта в АГ. При одновременной экспрессии двух гликопротеинов в результате ко-трансфекции двух экспрессионных плазмид (для вирусов ANDV и SNV) или в результате экспрессии полного предшественника гликопротеинов GPС, кодирующего оба гликопротеина (для вируса ANDV), гликопротеины обнаружены в АГ. В общем, наши результаты исследования внутриклеточной локализации гликопротеинов ANDV и SNV подтвердили опубликованные ранее данные для вирусов SNV и HNTV (Ruusala, Persson et al. 1992; Shi and Elliott 2002; Spiropoulou, Goldsmith et al. 2003).

Большинство вирусов семейства Bunyaviridae созревают в АГ, но до сих пор нет согласия о типе сигнала локализации в АГ у данного семейства вирусов, хотя и достигнут значительный прогресс в картировании сигнальной последовательности для некоторых представителей семейства. В ранних работах, посвящённых транспорту гликопротеинов G1 и G2 вируса Bunyamwera, было выдвинуто предположение, что сигнал локализации в АГ находится в N-концевом участке GPC, соответствующего в данном случае G2 (Lappin, Nakitare et al. 1994). Та же сигнальная последовательность локализации в АГ обнаружена в трансмембранном домене и первых 10 аминокислотных остатках цитоплазматического хвоста G1 вируса Punta Toro (Matsuoka, Chen et al. 1994). Для вируса Uukuniemi АГ-сигнал был картирован в первых 50 аминокислотных остатках цитоплазматического хвоста G1 (Andersson, Melin et al. 1997). Относительно недавно для вируса Hantaan было показано, что транспорт гетеродимера G1/G2 в АГ, по-видимому, зависит от конформационных взаимодействий этих гликопротеинов, а не от специфичной аминокислотной последовательности (Shi and Elliott 2002).

Так как в дальнейшем мы планируем получение сегментных геномных гибридов (реассортантов) между патогенными и непатогенными хантавирусами с целью изучения механизмов, обусловливающих их патогенность, мы решили выяснить, могут ли гликопротеины из разных хантавирусов (ANDV и SNV) взаимодействовать и замещать друг друга. Гомология аминокислотных последовательностей гликопротеинов G1 исследуемых вирусов составляет 72,2%, а гликопротеинов G2 -- 85%. Мы показали, что гликопротеины G1 и G2 этих хантавирусов могут взаимодействовать в любых комбинациях с образованием транспортируемых в АГ комплексов (Рис. 4). Полученные данные свидетельствуют о том, что конформация образуемого комплекса G1/G2, скорее всего, отвечает за правильную транспортировку и удержанию комплекса в АГ. Важно, что транспорт и локализация гликопротеинов G1 и G2 при экспрессии с различных плазмид соответствует локализации гликопротеинов ANDV и SNV в инфицированных клетках Vero-E6, обычно применяемых для культивирования хантавирусов (Zaki, Greer et al. 1995), а также в первичной культуре клеток эндотелия лёгких человека.

Итак, присутствие обоих гликопротеинов G1 и G2 необходимо для их транспорта и накопления в АГ. Показано, что экспрессия отдельных гликопротеинов приводит к их локализации в ЭР, что подтверждает данные, опубликованные ранее Spiropoulou et al. (Spiropoulou, Goldsmith et al. 2003). Впервые показано, что гликопротеины разных хантавирусов (ANDV-G1 + SNV-G2 или SNV-G1 + ANDV-G2) при ко-экспрессии могут взаимодействовать между собой с последующим транспортом в АГ, что свидетельствует об их конформационном взаимодействии. Полученные данные могут быть использованы при создании рекомбинантных вирусов, содержащих компоненты хантавирусов.

ГЛАВА 3 Невирусные системы доставки нуклеиновых кислот для терапии бокового амиотрофического склероза

3.1 Разработка рекомбинантных генетических конструкций

Клонирование генов в экспрессионные плазмидные векторы. Исходя из нуклеотидных последовательностей, полученных из базы данных GeneBank (http://ncbi.gov/GeneBank), были разработаны специфические праймеры для ПЦР-амплификации полных открытых рамок считывания генов сосудистого эндотелиального фактора роста человека (vegf), нейральной адгезии L1 мыши (mL1cam) и egfp. 5'- и 3'-праймеры содержат адаптерные участки с уникальными сайтами рестрикции, применяемые при клонировании генов в экспрессионный плазмидный вектор pcDNA3.1 (Invitrogen). Сайты рестрикции выбраны на основе анализа последовательностей кДНК, полученных из GeneBank. В результате клонирования были получены плазмиды pcDNA-mL1CAM, pcDNA-VEGF и pcDNA-EGFP. Фрагменты ДНК, содержащие кДНК генов vegf, mL1cam и egfp субклонировали в двукассентый экспрессионный вектор pBudCE4.1 (Invitrogen). Отличительной особенностью этой плазмиды служит наличие двух независимых экспрессионных кассет, каждая под контролем эффективного конституционно активного промотора (промотор цитомегаловируса человека CMV и промотор фактора транскрипции человека EF1б), позволяющих одновременно и независимо экспрессировать два рекомбинантных гена с одного плазмидного вектора. В результате субклонирования получены плазмиды pBud-EGFP-mL1CAM, pBud-VEGF-EGFP и pBud-VEGF-mL1CAM (Рис. 3). Конечное подтверждение получения интересующих нас плазмид осуществляли с помощью секвенирования.

Приготовление образцов siRNA. Последовательность siRNA, специфичная для гена супероксиддисмутазы 1 человека (sod1), и соответствующий неспецифичный контроль созданы на основе результатов Raoul с соавторами (Raoul, Abbas-Terki et al. 2005). Синтез рибоолигонуклеотидов был проведён фирмой Синтол (г. Москва). Отжиг рибоолигонуклеотидов проводили в буфере (10 мМ Трис с рН 8,0, 10 мМ NaCl) инкубацией 1 мин при 90 °С с последующей инкубацией 1 час при 37 °С. Полученные дуплексы siRNA хранили при -20 °С.

3.2 Получение генетически модифицированных клеток мононкулеарной фракции пуповинной крови человека

Выделение клеток мононкулеарной фракции из пуповинной крови человека. Заготовку пуповинной крови (ПК) проводили после получения информированного согласия у беременной и после тщательного дородового скрининга на наличие противопоказаний к донорству пуповинных клеток (в соответствии с Приказом Минздрава РФ от 14.09.2001 №364 об утверждении порядка медицинского обследования доноров крови и её компонентов). Проведен сравнительный анализ выделения клеток мононкулеарной фракции ПК человека с помощью седиментации гидроксиэтилкрахмалом по Рубинштейну (Rubinstein, Dobrila et al. 1995), седиментация в градиенте плотности фиколла (Hawley, Hawley et al. 2004) и автоматическим выделением на сепараторе клеток “Sepax” фирмы Biosafe в соответствии с инструкциями производителя.

Рис. 3. Рестрикционная карта плазмиды pBud-VEGF-mL1CAM.

Во всех полученных образцах количество жизнеспособных клеток было не менее 97%. При исследовании образцов ПК (n=15) средним объёмом 67,8±8,5 мл мы установили, что количественный выход ядросодержащих клеток, выделенных методом седиментации гидроксиэтилкрахмалом, в среднем составил 4,4х10⁸, а эритроцитов 4х10¹⁰ в образце. Количество ядросодержащих клеток при выделении методом седиментации в градиенте плотности фиколла (n=15, средний объём ПК 73,4±9,6 мл) в среднем составил 1,2х10⁷, а эритроцитов 4х10⁶ в образце. Количество ядросодержащих клеток при выделении автоматическим методом (n=15, средний объём ПК 70,1±10,4 мл) в среднем составил 5,6х10⁸, а эритроцитов 2х10¹⁰ в образце.

Исходя из полученных нами данных, можно заключить, что -- несмотря на то, что все три метода процессинга пуповинной крови широко применяют в банках пуповинной крови при заготовке концентрата стволовых клеток -- для дальнейшего применения этих клеток в генной терапии лучше применять метод получения фракции мононуклеаров в градиенте плотности фиколла. В этом случае мы получали минимальное количество эритроцитов, присутствие которых может снизить эффективность трансфекции.

Выбор метода трансфекции клеток мононуклеарной фракции пуповинной крови человека. Для выявления оптимальных условий генетической модификации стволовых клеток пуповинной крови нами были оценены 3 принципиально разных метода трансфекции.

1. Escort V (Sigma) трансфекционный реагент представляет собой полиэтилениминный (PEI) препарат, сорбирующий молекулы ДНК на поверхности положительно заряженных PEI наночастиц (Godbey, Wu and Mikos, 1999).

2. TransFast (Promega) трансфекционный реагент -- представитель липосомного метода трансфекции, при котором молекулы плазмидной ДНК упаковываются в липидные визикулы (Felgner, Holm and Chan, 1989, Felgner and Ringold, 1989). При контакте ДНК-содержащих липосом с клеточной мембраной происходит слияние липидных слоев и внедрение генетического материала внутрь клетки.

3. Электропорация служит одним из физических методов трансфекции клетки (Shigekawa and Dower, 1988). При пропускании электрического разряда через среду, содержащую смесь клеток и ДНК, происходит образование временных пор в клеточной мембране и транслокация генетического материала. В работе применяли прибор Gene Pulser Xcell Total System (BioRad, USA).

Оптимизацию трансфекции мононуклеарных клеток ПК проводили в соответствии инструкциями производителей для суспензионных культур. Во всех проверенных методах процент выхода трансфицированных клеток был в диапазоне от 20 до 30%. В связи с тем, что электропорация не требует применения дополнительных химических препаратов и является наиболее биологически безопасным методом трансфекции клеток, применяемым в клинических приложениях, мы приняли решение использовать этот метод для дальнейшей работы по генетической модификации мононуклеарных клеток ПК человека.

3.3 Трансплантация генетически модифицированных клеток мононуклеарной фракции ПК человека трансгенным мышам G93A

Трансгенные мыши. Линия мышей B6SJL-Tg(SOD1-G93A)dl1Gur/J создана в лаборатории Mark E. Gurney при Северо-западном университете США (Northwestern University, USA). B6SJL-TG(SOD1-G93A)dl1Gur/J (далее трансгенные мыши G93A) приобретены у компании Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME, USA). По договору с Казанским государственным медицинским университетом питомник «Пущино» при филиале института биоорганической химии им. академика М.М. Шемякина и академика Ю.А. Овчинникова РАН (филиал ИБХ РАН) отвечает за поддержание линии и производство трансгенных мышей B6SJL-Tg(SOD1-G93A)dl1Gur/J в РФ. Ветеринарное свидетельство, выданное питомником лабораторных животных «Пущино», подтверждает качество полученных животных и их пригодность для экспериментальных исследований. Полугодовых пресимптоматичных мышей доставляли в Казанский государственный медицинский университет и содержали в стандартных условиях.

Рис. 5. Схема эксперимента по генетической модификации и трансплантации клеток пуповинной крови человека трансгенным мышам.

Трансплантация генетически модифицированных клеток мононуклеарной фракции пуповинной крови человека трансгенным мышам G93A. Трансгенным животным (самки и самцы) на начальном этапе развития заболевания в стерильных условиях путём ретроорбитальной инъекции (1 миллион клеток в 200 мкл среды RPMI 1640) трансплантировали клетки пуповинной крови человека. Группе 1 вводили нетрансфицированные клетки мононуклеарной фракции из пуповинной крови человека; группе 2 вводили мононуклеарную фракцию клеток из пуповинной крови человека, трансфицированную плазмидой pEGFP-N2; группе 3 вводили мононуклеарную фракцию клеток из пуповинной крови человека, трансфицированную плазмидами, экспрессирующими нейрональную молекулу адгезии L1 и сосудистый эндотелиальный фактор роста VEGF. Общая схема эксперимента представлена на рисунке 5.

Рис. 6. Имммуногистохимичес-кий анализ тканей поясничного отдела спинного мозга трансгенных мышей G93A. Иммуногистохимическая реакция с АТ к HN. А -- контрольная группа мышей через 2 недели; Б -- группа мышей через 2 недели после трансплантации генетически модифицированных клеток; В -- группа мышей через 2 месяца после трансплантации генетически немодифицированных клеток; Г -- группа мышей через 2 месяца после трансплантации генетически модифицированных клеток; Д -- группа мышей через 3 месяца после трансплантации генетически модифицированных клеток.

Гистологические исследования тканей трансгенных животных. Перед проведением иммуногистохимического анализа мышей наркотизировали и перфузировали через большой круг кровообращения сначала холодным фосфатно-солевым буфером (PBS), а затем -- холодным 4% раствором параформальдегида, растворённого в PBS. Далее был проведён забор головного мозга, поясничного отдела спинного мозга и чувствительных ганглиев. Для гистологического исследования ткани мыши фиксировали в растворе параформальдегида. Препараты для иммуногистохимических исследований приготовили 2 методами: заливали в парафин и готовили фронтальные срезы головного мозга и продольные срезы поясничного отдела спинного мозга толщиной 10 мкм; насыщали 30% раствором сахарозы, замораживали в заливочной среде TBS (Triangle Biomedical Science, Durham, NC) и готовили продольные срезы (25 мкм) поясничного отдела спинного мозга мышей на криостате при температуре -25 °С. Для исследования трансплантированных клеток применяли АТ к HLA АВС (HLA АВС, DAKO, Denmark), моноклональные АТ мыши к ядерному антигену человека (англ. human nuclei, HN) и к антигену CD34 человека (Novocastra). Результаты окрашивания показали присутствие клеток человека в головном и спинном мозге мышей. Иммунопозитивные клетки преимущественно локализовались в эндотелии сосудов. Однако часть клеток мигрировала через сосудистую стенку в нервную ткань.

В ходе иммуногистохимического анализа поясничного отдела спинного мозга были изучены процессы миграции, пролиферации, а также фенотипические характеристики трансплантированных клеток. С этой целью применяли АТ к HN, маркёру клеток человека, и к антигену CD34, маркёру эндотелиальных клеток. Иммунопозитивные по HN клетки были обнаружены вдоль стенок кровеносных сосудов поясничного отдела спинного мозга. При этом плотность HN-позитивных клеток была выше при трансплантации генетически модифицированных клеток, по сравнению с трансплантацией генетически немодифицированных клеток. Более того, через 2 и 3 месяца после приживления трансплантированных клеток плотность HN-позитивных клеток значительно возрастала по сравнению с плотностью клеток, отмеченной на сроке 2 недель после трансплантации (Рис. 6).

Иммуногистохимическая реакция с АТ к CD34 выявила, что HN-позитивные клетки, локализованные в стенке кровеносных сосудов, экспрессируют молекулы CD34, что свидетельствует о дифференциацировке генетически модифицированных клеток в эндотелиальные клетки.

Клиническая оценка трансгенных животных. Тест силы хватки (англ. grip strength test) проводили по описанной методике (Weydt, Hong et al. 2003). Мышам, удерживая их за хвост, позволяют вцепиться всеми лапками в горизонтально расположенную металлическую решётку. После этого решётку медленно переворачивают таким образом, что мыши оказываются перевёрнутыми вниз головой, и фиксируют период времени до тех пор, пока животное не отцепится от решётки. Тест состоит из трёх попыток, из которых выбирают наибольший результат. Каждую мышь тестируют 2 раза в неделю с момента трансплантации до окончания эксперимента. Перед тестированием животных обучали проведению теста в течение двух недель.

В течение первых двух недель тестирования по результатам теста силы хватки не было выявлено различий в показателях экспериментальной (трансплантация нетрансфицированных клеток и трансплантация трансфицированных VEGF +L1 клеток) и контрольной групп животных. На данном этапе исследования анализ теста выявил уменьшение мышечной силы животных по сравнению с первоначальной на 34% в группе контрольных, на 41,4% в группе мышей с трансплантацией трансфицированных VEGF+L1 клеток, и на 36% в группе мышей с трансплантацией нетрансфицированных клеток.

3.4 Трансфекция siRNA в аксоны седалищного нерва трансгенных мышей G93A

Эксперименты проводили на 36-недельных мышах с признаками паралича задних конечностей. Хирургические процедуры проводили под общим наркозом. Мышам перерезали левый седалищный нерв в средней трети бедра и на центральный отрезок нерва надевали силиконовую трубку длиной 5 мм. Трубку заполняли siRNA (специфичной к мРНК гена sod1 человека или соответствующей контрольной siRNA), а свободный конец трубки запечатывали вазелином. Трубку приклеивали к окружающим мышцам при помощи биологического клея (3M Vetbond), а затем рану зашивали. Экспериментальной группе мышей (n=3) вводили siRNA, специфичную к мРНК гена sod1 человека. Контрольной группе мышей (n=3) вводили неспецифичную siRNA, содержащую 2 нуклеотидные замены по отношению к последовательности гена sod1 человека. Схема эксперимента представлена на рисунке 7.

Рис. 7. Схема эксперимента по перерезке седалищного нерва мышей и введения препарата siRNA.

Через 24 часа после операции поясничный отдел спинного мозга извлекали для количественного анализа экспрессии генов с помощью ПЦР-РВ. Аппликация sod1-специфичной siRNA приводила к снижению количества матричной РНК sod1 в соответствующей части спинного мозга на 48% в сравнении с контралатеральной (контрольной) стороной (n=3, p=0,032) (Рис. 8). Подавление экспрессии мРНК гена sod1 человека не оказывало влияния на экспрессию генов chat и snap25. После аппликации контрольной siRNA количество мРНК sod1 на оперированной и контралатеральной стороне не отличался.

Рис. 8. Количественный анализ экспрессии мРНК различных генов в правом и левом седалищных нервах оперированных трансгенных мышей G93A. siRNA: SOD1 -- специфичная siRNA, подавляющая экспрессию гена sod1 человека; SOD1mis -- неспецифическая siRNA, содержащая 2 нуклеотидных замены относительно последовательности гена sod1 человека. Анализ проводили для правого (П) и левого (Л) фрагментов седалищного нерва. ПЦР-РВ проводили с применением праймеров и проб TaqMan, специфичных к мРНК гена sod1 человека, а также генов chat и snap25 мыши. Уровень экспрессии специфичных мРНК приведён по отношению к уровню экспрессии в правом седалищном нерве трансгенных мышей.

3.5 Обсуждение

Нейротравма, ишемические инсульты, нейродегенеративные заболевания сопровождаются гибелью нейронов, дегенерацией аксонов, нарушением коммуникаций в нейронных сетях и контролируемых ими функций. Молекулярно-генетические и клеточные технологии -- перспективные направления для предотвращения вторичной дегенерации и поддержания роста нервных волокон. Вирусные векторы широко применяют для доставки нейротрофических факторов для стимулирования нейрорегенерации. В настоящее время для повышения эффективности доставки в область повреждения нервной ткани факторов, поддерживающих выживание нейронов и стимулирующих рост нервных волокон, активно исследуют возможность применения генетически модифицированных клеток, трансфицированных генами нейротрофических факторов (BDNF, NT-3, GDNF), эритропоэтина и молекул адгезии (Chen, Hung et al. 2005). Трансплантированные клетки, экспрессирующие клонированный ген, могут значительно усилить регенераторный потенциал органа-мишени. Основанием для трансплантации мононуклеарных клеток пуповинной крови для стимуляции регенерации нервной ткани служит их пригодность как для алло-, так и для аутотрансплантации у человека, их низкая иммуногенность, доступность, простота получения и хранения. Кроме того, в пуповинной крови присутствуют стволовые клетки, способные давать начало специализированным клеткам разных тканей. Так, стволовая кроветворная клетка может выходить из красного костного мозга, присутствовать в общем кровотоке и заселять, например, сердце, головной мозг, печень или скелетные мышцы. Далее, в зависимости от микроокружения, стволовая кроветворная клетка может дифференцировать в миобласты скелетной и сердечной мышечной ткани, гепатоциты, эндотелиальные клетки сосудов, нейроны, олигодендроциты, астроциты. Эффективность внутривенной инъекции клеток крови пуповины была исследована на модели бокового амиотрофического склероза у мышей. Клетки были обнаружены в местах дегенерации мотонейронов в спинном и головном мозге, при этом трансплантированные клетки экспрессировали нейральный фенотип (Garbuzova-Davis, Willing et al. 2003). Анализ первых клинических исследований по трансплантации больным боковым амиотрофическим склерозом стволовых клеток, выделенных из периферической крови, показал безопасность трансплантации и толерантность больных к трансплантированным клеткам (Mazzini, Fagioli et al. 2003). Следует, однако, отметить, что предварительные клинические испытания по трансплантации кроветворных стволовых клеток больным с боковым амиотрофическим склерозом не выявили явного терапевтического эффекта. В настоящее время существуют единичные экспериментальные работы по трансплантации генетически модифицированных клеток пуповинной крови для стимуляции регенерации сердечной мышцы и сосудов.

Наибольшее внимание уделяется возможности трансплантации клеток крови, генетически модифицированных геном vegf. Например, трансплантация клеток пуповинной крови, трансфицированных геном vegf человека, стимулирует ангиогенез в тканях при моделировании хронической ишемии конечностей у крысы (Ikeda, Fukuda et al. 2004) и инфаркта миокарда у мышей (Chen, Hung et al. 2005).

Таким образом, с целью нейропротекции и стимулирования нейрорегенерации, получение и испытание генетически модифицированных клеток крови пуповины можно считать перспективным направлением генно-клеточной терапии. При этом возможно тестирование множества конкретных подходов -- применение различных клеточных популяций пуповинной крови, разные генетические модификации клеток перед трансплантацией, варианты по срокам, количеству и способу введения клеток (непосредственно в область травмы, в кровоток, в составе биоматрикса). Данная работа была связана с получением генетически модифицированных мононуклеарных клеток крови пуповины человека для лечения трансгенных B6SJL-Tg(SOD1-G93A)dl1Gur/J мышей, экспрессирующих фенотип бокового амиотрофического склероза.

Для усиления терапевтического эффекта мононуклеарные клетки пуповинной крови были подвергнуты генетической модификации путём трансфекции плазмидными векторами, экспрессирующими гены нейральной молекулы адгезии L1 и сосудистого эндотелиального фактора роста VEGF. Усиление экспрессии генов, кодирующих синтез данных молекул, позволяет рассчитывать на более выраженный нейротрофический эффект генетически модифицированных клеток на мотонейроны при боковом амиотрофическом склерозе. Известно, что молекула адгезии L1 поддерживает выживание нейронов и рост аксонов. Для VEGF его нейротрофический эффект оказался новым и неожиданным, и применение этого фактора обоснованно считают одним из наиболее перспективных направлений. Фактор поддерживает выживание нейронов, что, согласно нашим данным, происходит через рецептор Flk-1. На модели экспериментальной травмы спинного мозга VEGF существенно поддерживает васкуляризацию и рост аксонов (Facchiano, Fernandez et al. 2002). Выбор именно этого фактора роста обусловлен также его выраженным стимулирующим влиянием на процесс неоваскуляризации, что может оказаться важным для скорейшего устранения цитотоксичности.

Для доставки рекомбинантных нуклеиновых кислот в клетки одним из перспективных методов служит электропорация -- проверенная, нехимическая, невирусная технология доставки экзогенных макромолекул в клетки (Chang and Reese, 1990). Основным преимуществом электропорации служит сведение биологической вредности к минимуму по сравнению с вирус-опосредованной и химической передачей гена. Электропорация служит перспективным методом передачи гена в ГСК для применения в клинике, т.к. минимизирует возможность биологического обсеменения и иммунных реакций.

В ходе проведённых исследований нами были получены плазмидные конструкции, экспрессирующие клонированные гены vegf и L1cam. При помощи электропорации данные плазмиды были трансфицированы в свежевыделенные клетки мононуклеарной фракции пуповинной крови человека. Далее генетически модифицированные клетки были трансплантированы трансгенным G93A мышам (Рис. 5).

Предварительные результаты по трансплантации клеток пуповинной крови, трансфицированных плазмидами, экспрессирующими EGFР, показали, что трансплантированные клетки мигрируют в нервную ткань спинного и головного мозга и сохраняют способность к экспрессии рекомбинантных генов (Рис. 6). Оценка клинической эффективности введения мононуклеарной фракции клеток, трансфицированных плазмидными векторами, экспрессирующими клонированные нейральную молекулу адгезии L1 и сосудистый эндотелиальный фактор роста VEGF, подтвердила правильность предположений о возможной эффективности предлагаемого метода при лечении бокового амиотрофического склероза на модели трансгенных мышей, экспрессирующих мутантный ген sod1 человека. Анализ предварительных результатов свидетельствует о положительном терапевтическом эффекте трансплантированных клеток. Вывод основан на положительных данных поведенческого теста у подопытных животных, которым трансплантировали генетически модифицированные клетки, и хоуминга трансплантированных клеток, экспрессирующих терапевтические гены (vegf и L1), в спинной мозг.

Таким образом, в ходе нашего исследования было установлено, что генетически модифицированные мононуклеарные клетки крови пуповины человека, экспрессирующие сосудистый эндотелиальный фактор роста VEGF человека и нейральную молекулу адгезии L1 мыши, мигрируют в места нейродегенерации, пролиферируют и дифференцируются в эндотелиальные клетки с образованием новых кровеносных сосудов. Остальные HN-позитивные, но при этом CD34-негативные, клетки могут дифференцироваться в других направлениях или могут оставаться на стадии прогениторных клеток в стенке кровеносных сосудов. Подобные результаты были получены при трансплантации стволовых клеток костного мозга крысам с инфарктом миокарда. При этом наблюдался рост эндотелиальных клеток в участке поражённого миокарда (Zhang, Ge et al. 2006).

В 2006 году за открытие РНК-интерференции Andrew Z. Fire из Станфордского университета и Craig C. Mello из Массачусетского университета были удостоены Нобелевской премии. РНК-интерференция -- эволюционно консервативный механизм посттранскрипционной блокады синтеза белка. Комплементарное взаимодействие короткой интерферирующей РНК (от англ. small interfering Ribonucleic Acid, siRNA) в составе комплекса белков с мРНК-мишенью приводит к деградации мРНК и, как следствие, к прекращению синтеза белка. Способность siRNA инициировать посттранскрипционное «молчание» генов, ассоциированных с конкретными заболеваниями, в культуре клеток и на моделях болезней человека у животных определила новое направление в генной терапии. Совершенствование способов доставки молекулы siRNA в клетку и потенциальная возможность лабораторного синтеза siRNA, комплементарной любой известной мРНК, открывает широкие перспективы применения РНК-интерференции в лечении инфекционных, онкологических и нейродегенеративных заболеваний. У трансгенных мышей SCA1 со спиномозжечковой атаксией после внутримозжечковой инъекции вирусного вектора, экспрессирующего siRNA, комплементарной мутантному гену atx1 (атаксин 1), значительно улучшалась координация движений и восстанавливалась цитоархитектоника мозжечка (Xia, Mao et al. 2004). В другом случае, при скрещивании трансгенных SOD1-мышей с мышами, экспрессирующими анти-sod1 siRNA, у полученного потомства транскрипция siRNA, комплементарной мРНК мутированного гена, предотвращала дегенерацию мотонейронов (Saito, Yokota et al. 2005). Внутримышечная (Ralph, Radcliffe et al. 2005) или интраспинальная (Raoul, Abbas-Terki et al. 2005) инъекция вирусного вектора, экспрессирующего siRNA (комплементарной мРНК мутированного sod1), трансгенным G93A-мышам отодвигали начало заболевания и значительно увеличивали время жизни трансгенных мышей G93A.

Полученные ранее результаты свидетельствуют о ретроградном транспорте siRNA по аксонам мотонейронов, что приводит к селективной блокаде экспрессии белка-мишени. В исследовании, проведённых нашим коллективом, были изучены внутриаксонный синтез тубулина и функциональное значение локальной трансляции белка в регуляции ретроградного аксонного транспорта in vivo при помощи siRNA, комплементарной мРНК нейрональной формы в-тубулина и ретроградного флуоресцентного зонда Fluorogold (Исламов Р.Р., Мурашов А.К. and Ю.А., 2005). Полученные данные указывали на то, что прямое апплицирование анти-sod1 siRNA на периферический нерв приведет к индукции РНК интерференции с последующим снижением количества мРНК мутантного гена в мотонейроне.

В ходе нашего исследования нами впервые была выполнена трансфекция siRNA в аксоны мотонейронов поясничного отдела спинного мозга мышей G93A путём аппликации siRNA, комплементарной мРНК мутантного гена человека sod1, на центральный отрезок перерезанного седалищного нерва (Рис. 7). Апликация sod1-специфичной siRNA приводила к снижению количества матричной РНК sod1 в соответствующей части спинного мозга, однако не оказывало влияния на экспрессию мРНК генов chat и snap25 крысы (Рис. 8). Таким образом, siRNA путём интернализации попадает в аксоны мотонейронов, ретроградно транспортируется в перикарионы и блокирует трансляцию аберрантного SOD1. Для большей эффективности захвата и ретроградного транспорта siRNA может быть ковалентно связана (конъюгирована), например, с нейротрофином-3 или С-фрагментом столбнячного токсина. Далее путём инъекции в органы конъюгированная siRNA может быть целенаправленно доставлена в перикарионы нейронов, иннервирующих эти органы, что служит альтернативой векторной трансфекции нервных клеток.

Итак, разработаны невирусные биологически безопасные способы доставки рекомбинантных нуклеиновых кислот в организм трансгенных мышей G93A, экспрессирующих фенотип бокового амиотрофическогосклероза. Созданы плазмидные конструкции, экспрессирующие различные терапевтические гены. Разработаны методы выделения и трансфекции клеток мононуклеарной фракции пуповинной кровичеловека. Показано, что трансплантация полученных генетически модифицированных клеток трансгенным мышам G93A приводила к их миграции в очаги нейродегенерации и стимуляции роста новых кровеносных сосудов, что может повысить выживаемость мотонейронов за счёт секреции нейропротекторных факторов и улучшении питания ткани. Впервые показана возможность адресной доставки коротких интерферирующих РНК в перикарионы мотонейронов в поясничном отделе мышей мутём аппликации siRNA на центральный отрезок перерезанного седалищного нерва. Показано, что siRNA эффективно подавляла уровень мРНК мутантногогена sod1. Комбинация технологии РНК-интерференции с развивающимися методами доставки рукомбинантных нуклеиновых кислот могут лечь в основу новых эффективных, биологически безопасных методов лечения бокового амиотрофического склероза.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

В современном арсенале генной терапии есть различные способы доставки генетического материала в клетки-мишени. Существующие подходы можно условно классифицировать на вирусные и невирусные. В основе такого подразделения лежит способ доставки генетического материала. Вирусные методы основаны на применении естественного механизма доставки генетического материала в клетки-мишени, доведённого в процессе эволюции до весьма высокой эффективности. Вирусы -- эффективные конструкции, способные к инфицированию различных клеточных типов, но существенным недостатком вирусных векторов для доставки генетического материала в клетки служит их низкая биологическая безопасность. В зависимости от вируса, на основе которого созданы генетические конструкции, возникают проблемы, связанные с мутационной и онкологической активностью вирусов, а также патологическими иммунологическими процессами. В связи с этим остро встаёт вопрос о разработке новых биобезопасных вирусных векторов.

Ключевые параметры «идеального» вирусного вектора -- отсутствие интеграции в геном клетки-хозяина, низкая иммуногенность, продолжительная экспрессия рекомбинантных генов. Один из перспективных вирусов, удовлетворяющий всем этим требованиям -- цитомегаловирус. В данной работе проведено исследование ранее неохарактеризованного вируса CMV из P. maniculatus. С применением разнообразных вирусологических и молекулярно-генетических методов показана его видовая принадлежность и филогенетическое родство с другими известными цитомегаловирусами.

Рекомбинантный вирус PCMV получен нами путём вставки в ген р33 экспрессионной кассеты, содержащей химерный ген из генов snv-g1 и egfp, в котором сохранён нативный сайт расщепления G1-G2 между рекомбинантными белками. Подобный подход позволил экспрессировать G1 в его нативной форме, а также осуществить анализ экспрессии рекомбинантных белков по флуоресценции белка EGFP. Анализ экспрессии рекомбинантных белков проведён методами флуоресцентной микроскопии, иммуногистохимии и вестерн-блотингом.

Полученный рекомбинантный вирус РCMV (ДР33:G1EGFP) способен инфицировать хомячков P. maniculatus даже в низких концентрациях (порядка 10 PFU вируса на животное). У инфицированных животных наблюдали иммунный гуморальный ответ на рекомбинантные белки SNV-G1 и EGFP. Отмечено, что существующий иммунный ответ против wtPCMV не мешает индукции иммунного ответа против рекомбинантных белков, экспрессируемых рекомбинантным вирусом. Это свойство разработанной векторной системы позволяет проводить вакцинацию организма-хозяина рекомбинантными вирусами (несмотря на наличие естественной инфекции и иммунного ответа на неё на момент вакцинации).

Показано, что инфицирование животных рекомбинантным PCMV не приводит к выраженной патологии и, по всей видимости, не влияет на продолжительность их жизни, так как животные, инфицированные wtPCMV или рекомбинантным PCMV, выживали более 12 месяцев. Несмотря на инфекционность рекомбинантного вируса, у хомячков, инфицированных рекомбинантным вирусом, отмечен менее выраженный иммунный ответ по сравнению с вирусом дикого типа. Предположительно это связано с инактивацией гена р33, приводящей к аттенуированному фенотипу цитомегаловируса. Делеция гена р33 может вызвать нарушение межклеточного распространения PCMV, приводя в конечном итоге к более медленно прогрессирующей инфекции. Дополнительный фактор, оказывающий негативное влияние на вирусную репликацию, -- присутствие конститутивно активной экспрессионной кассеты SNV-G1-EGFP.

Анализ вирусной инфекции in vitro показал, что накопление внутриклеточной ДНК PCMV, выброс инфекционных вирусных частиц и аккумуляция ДНК рекомбинантного PCMV в культуральной среде происходит с задержкой по сравнению с wtPCMV. Это доказывает, что рекомбинантный PCMV имеет замедленный репликационный цикл по сравнению с wtPCMV. Однако, несмотря на более медленную репликацию рекомбинантного PCMV, он достигал приблизительно одинакового уровня по количеству внутриклеточной вирусной ДНК на поздних стадиях инфекции.

В работе изучен иммунный ответ хомячков P. maniculatus против вирусных и рекомбинантных антигенов. Животные, инфицированные wtPCMV или рекомбинантным PCMV, показывали иммунный ответ против антигенов PCMV уже на второй неделе после первоначального инфицирования. Титр АТ к wtPCMV и рекомбинантному PCMV продолжал расти по мере протекания инфекции. Реинфицирование мышей соответствующим вирусом вызывало увеличение титра АТ к антигенам PCMV у животных, инфицированных рекомбинантным PCMV, но не приводило к повышению титра АТ к PCMV-антигенам у хомячков, инфицированных wtPCMV. Этот факт может свидетельствовать о том, что высокий титр АТ к PCMV-антигенам у инфицированных wtPCMV хомячков предотвращал дополнительную вирусную репликацию. Хотя после реинфицирования мы наблюдали статистически значимое увеличение титра АТ к PCMV-антигенам у хомячков, инфицированных рекомбинантным PCMV, это может быть продолжением развития иммунного ответа на первоначальную инфекцию wtPCMV. Поскольку рекомбинантный PCMV имеет аттенуированный фенотип, то он может приводить к менее выраженному иммунному ответу против PCMV-антигенов. Разницу в иммунном ответе между EGFP и SNV-G1 можно объяснить различной иммуногенностью этих белков и разницей во внутриклеточном количестве рекомбинантных белков.

В работе проведён анализ распределения цитомегаловируса в различных тканях хомячков P. maniculatus на разных стадиях инфекции. Показано, что wtPCMV и рекомбинантный PCMV присутствуют в относительно малых количествах во всех исследованных органах за исключением крови и мозга. Наибольшие отличия в количестве wtPCMV от рекомбинантного PCMV выявлены в сердце (повышенный уровень рекомбинантного PCMV), в почках и селезёнке (повышенный уровень wtPCMV). Только следовые количества геномов PCMV были обнаружены в слюнных железах. Предварительные результаты, полученные на мышах (3 и 4 недели после инфицирования wtPCMV) показывают присутствие большого количества ДНК вируса PCMV в слюнных железах, в то время как вирус не обнаруживался спустя 3 месяца после инфицирования рекомбинантным PCMV.

Основная задача латентной инфекции у вирусов -- сохранение функционального вирусного генома в хозяине после завершения стадии первичной инфекции. Определённые сигнальные события могут вызвать реактивацию вируса. Генотоксичный стресс в результате гамма-облучения -- один из методов исследования латентности MCMV у мышей (Balthesen, Messerle and Reddehase, 1993). Гамма-облучение (4,12 Gy) привело к значительному увеличению количества вируса в крови хомячков P. maniculatus, инфицированных рекомбинантным PCMV. Это показывает, что латентная инфекция PCMV хомячков P. maniculatus похожа на латеную инфекцию MCMV мышей, и что делеция гена р33 не влияет на способность устанавливать латентную инфекцию с последующей реактивацией после генотоксичного стресса организма хозяина в ответ на гамма-облучение.

Методы генетического переноса, используемые в генной терапии, могут быть применены и в фундаментальных исследованиях. Изменение уровня экспрессии отдельно взятого гена или комбинации генов позволяет исследовать их биологическую роль в организме. Например, экспрессия рекомбинантных вирусных белков может быть применена для исследования их взаимодействия с белками клетки-хозяина и друг с другом.

В работе проведено исследование процессинга и транспорта гликопротеинов хантавирусов Нового Света. Большинство (если не все) вирусов семейства Bunyaviridae созревает в аппарае Гольджи (АГ). Однако до сих пор нет консенсуса по типу сигнала локализации в АГ у данного семейства вирусов, хотя достигнут значительный прогресс в картировании сигнальной последовательности для некоторых представителей семейства.

Созданы плазмидные векторы, экспрессирующие гликопротеины G1 и G2 хантавирусов Andes и Sin Nombre. Иммунофлуоресцентный анализ с применением специфичных АТ к антигенам хантавирусов и АТ к ЭР и АГ показал, что локализация обоих гликопротеинов (G1 и G2) хантавирусов ANDV и SNV происходит в ЭР клеток и что при их независимой экспрессии не происходит дальнейшего транспорта гликопротеинов в АГ. При экспрессии двух гликопротеинов в результате ко-трансфекции двух экспрессионных плазмид (для вирусов ANDV и SNV) или в результате экспрессии полного предшественника гликопротеинов GPС, содержащего оба гликопротеина (для вируса ANDV), характер внутриклеточного транспорта гликопротеинов напоминал их естественную локализацию в АГ.

Одна из перспективных задач вирусологии -- предсказание возникновения новых штаммов вирусов вследствие естественных процессов обмена генетического материала. Возможные штаммы-реассортанты могут обладать новыми биологическими свойствами, в том числе повышенной патогенностью или способностью инфицировать виды, отличные от первоначальных естественных организмов-хозяев. Для оценки потенциальной возможности генетического реассортмента двух патогенных штаммов хантавирусов в работе проведён анализ взаимодействия гликопротеинов разных хантавирусов (ANDV и SNV). Показано, что гликопротеины G1 и G2 хантавирусов могут взаимодействовать в любых комбинациях с образованием транспортируемых в АГ комплексов. Полученные данные свидетельствуют о том, что именно конформация образуемого комплекса G1/G2 скорее всего отвечает за правильную транспортировку и удержание комплекса в АГ. Транспорт и локализация гликопротеинов G1 и G2 при экспрессии с различных плазмид соответствует локализации гликопротеинов ANDV и SNV в инфицированных клетках Vero-E6 и первичной культуре клеток эндотелия лёгких человека.

Нейротравма, ишемические инсульты, нейродегенеративные заболевания сопровождаются гибелью нейронов, дегенерацией аксонов, нарушением коммуникаций в нейронных сетях и контролируемых ими функций. Для предотвращения вторичной дегенерации и поддержания роста нервных волокон возможно применение молекулярно-генетических и клеточных технологий. Молекулярно-генетические методы направлены на подавление или усиление экспрессии гена-мишени. Ранее плазмидные и вирусные векторы применяли преимущественно для экспрессии клонированных генов, продукт которых может оказать положительный терапевтический эффект при конкретном заболевании. В настоящее время для повышения эффективности доставки в область повреждения нервной ткани факторов, поддерживающих выживание нейронов и рост нервных волокон, активно исследуют возможность применения генетически модифицированных клеток, трансфицированных генами нейротрофических факторов. Стволовые клетки, экспрессирующие клонированный ген, могут значительно усилить терапевтический эффект трансплантированных клеток и регенераторный потенциал органа-мишени. Основанием для трансплантации стволовых клеток пуповинной крови для стимуляции регенерации нервной ткани служит их пригодность как для аллотрансплантации, так и для аутотрансплантации у человека, их низкая иммуногенность, доступность, простота получения и хранения.

Данная работа связана с получением генетически модифицированных мононуклеарных клеток пуповинной крови для лечения трансгенных B6SJL-Tg(SOD1-G93A)dl1Gur/J мышей с фенотипом бокового амиотрофического склероза человека. Созданы плазмидные конструкции, экспрессирующие гены зелёного флуоресцентного белка EGFP, нейрональной молекулы адгезии L1 и сосудистого эндотелиального фактора роста VEGF. Мононуклеарные клетки крови пуповины были подвергнуты генной модификации путём трансфекции полученными плазмидными векторами.

Трансплантация клеток крови пуповины, трансфицированных плазмидами, экспрессирующими EGFР, показала, что трансплантированные клетки мигрируют в нервную ткань спинного и головного мозга и сохраняют способность к экспрессии клонированного гена. Оценка клинической эффективности введения мононуклеарной фракции клеток, трансфицированных плазмидными векторами, экспрессирующими клонированные нейральную молекулу адгезии L1 и сосудистый эндотелиальный фактор роста VEGF, подтвердила правильность предположений о возможной эффективности предлагаемого метода в лечении бокового амиотрофического склероза на модели трансгенных мышей. Установлено, что генетически модифицированные мононуклеарные клетки пуповинной крови человека, экспрессирующие сосудистый эндотелиальный фактор роста VEGF человека и нейрональную молекулу адгезии L1 мыши, мигрируют в места нейродегенерации, пролиферируют и дифференцируются в эндотелиальные клетки с образованием новых кровеносных сосудов. Остальные HN-позитивные, но при этом CD34-негативные клетки, по-видимому, могут дифференцироваться в других направлениях или существовать на стадии прогениторных клеток среди эндотелиальных клеток стенки кровеносных сосудов.